Cet article vise à présenter les principes de la mesure du pH en aquariophilie, le fonctionnement des pH-mètres, le rôle et les limites des sondes pH, ainsi que les principales sources d’erreurs et d’instabilité.

1. Principe généraux

1.1. Le pH

Le pH (potentiel hydrogène) est l’expression chiffrée de l’activité des ions hydrogène déterminant le caractère acide (ou son opposée : basique) d’une solution aqueuse. Il est défini comme :

𝑝𝐻 = − log₁₀[𝐻+]

où H+ est la concentration en ions hydrogène (plus précisément en ions hydronium 𝐻3𝑂+). Interprétation :

• pH = 7 → neutre
• pH < 7 → acide (forte concentration en 𝐻+)
• pH > 7 → basique (faible concentration en 𝐻+)

L’échelle est logarithmique, c’est à dire que pour 1 unité pH la concentration en 𝐻+ varie 10 fois plus. La précision s’impose !

1.2. La mesure : ion H+ → mV → pH

La mesure utilise un capteur : la sonde pH, organe essentiel comportant à sa base un bulbe en verre de structure amorphe, hydratable. Au contact de l’eau, il se forme à sa surface une couche hydratée, un gel de silice d’épaisseur 10 à 100 nm permettant les échanges des cations alcalins du verre (Na⁺, Li⁺) avec des ions H⁺ (ou H₃O⁺) de la solution.

Contrairement aux idées reçues, ce verre n’est pas poreux. Les échanges ne sont que ioniques, générant une différence de potentiel à double sens entre l’intérieur du bulbe (une solution interne à pH connu) et l’extérieur (l’eau de l’aquarium). Quand la solution est alcaline, les ions H+ diffusent hors de la couche et une charge négative s’établit sur la face externe de la membrane. A contrario quand la solution est acide, le phénomène s’inverse, les ions H+ diffusent dans la couche et une charge positive se forme sur la face externe de la membrane.

La sonde est donc une pile électrochimique qui transforme une activité ionique (H⁺) en une différence de potentiel électrique (mV) proportionnelle au pH de la solution. Les potentiels sont captés par deux électrodes : l’électrode de mesure (potentiel variable) et l’électrode de référence (potentiel stable ≈ pH 7). La tension électrique suit une relation linéaire avec le pH, dont la pente dépend de la température, selon l’équation de Nernst soit ≈ 59,16 mV par unité de pH à 25 °C.

2. Systèmes de mesure du pH

Contrairement aux tests colorimétriques, la mesure du pH repose sur deux éléments indissociables : l’électronique de mesure (pH mètre, régulateur pH) et le capteur (sonde pH).

La mesure du pH est complexe et peut atteindre un niveau extrême de précision laboratoire. Cet article se limite aux besoins plus modestes de l’aquariophilie.

2.1 Mesure et régulation du pH

2.1.1. Mesurer le pH

Le pH-mètre

Le pH-mètre mesure la tension (≈ 400 mV) aux bornes des électrodes de très haute impédance (10⁷ à 10⁹ Ω), l’amplifie sans pertes, convertit le signal analogique en numérique, compense la température et les dérives d’étalonnage, réduit les bruits électroniques parasites pour afficher la valeur du pH, le tout dans une atmosphère saline et à proximité d’autres équipements électriques perturbateurs (ozoniseur…). Autant dire qu’un pH-mètre est un organe de haute qualité électronique, sensible à son environnement. Sa précision est au niveau de son coût.

L’aquariophile exploite plusieurs types d’équipements :

• Stylo pH (pen-type) : l’électrode intégrée au boitier de mesure n’est pas toujours remplaçable. Ce sont des modèles économiques, pratiques pour mesurer ponctuellement et rapidement l’eau de plusieurs aquariums, un changement d’eau, l’impact d’une intervention… Leur précision est moyenne : ± 0,1 à ± 0,2 pH. Ils sont étalonnables en 1 point, parfois 2 points. Certains stylo pouvant détecter automatiquement la valeur de la solution d’étalonnage. Du fait des nombreuses manipulations le bulbe s’assèche fréquemment à l’air libre, générant des dérives et une usure prématurée. Ce qui impose des calibrations fréquentes. Leur stabilité moyenne les exclut de l’aquariophilie récifale.
• Boitier de mesure pH : son coût est très variable selon la précision et la fiabilité attendues.
  • Boitier portable : permet des mesures ponctuelles avec une meilleure précision que les stylos. Suffisant pour usage courant à condition d’être bien entretenu. Cependant il ne permet pas de mesure continue en temps réel.
  • Boitier fixe : l’équipement dédié à un poste fixe permet des mesures sans inerties, représentatives du milieu. Utilisés en continu 24/7 dans une ambiance humide et parfois saline, ils nécessitent une excellente qualité électronique et une alimentation secteur. L’immersion constante de la sonde l’expose au contact de l’eau de mer agressive, voire très agressive dans un réacteur à calcaire ou au contact de lait de chaux.
• pH-mètre de paillasse : destiné à être posé sur une table de laboratoire, ce n’est pas un type utilisé dans notre hobby.

Compensation de la température

Le signal de la sonde évolue selon la température. La compensation automatique de la température (ATC) a pour effet de corriger par le calcul, la pente théorique Nernstienne de l’électrode. En aquariophilie certains testeurs portables, disposent de l’ATC avec un capteur de température indépendant ou intégré dans la sonde. D’autres équipements se basent sur une température fixe (25 °C). Ce n’est pas un réel inconvénient quand la température réelle ne diffère pas de plus de 10 °C et si l’on accepte une erreur de mesure ≈ 0,05 pH.

Modèles de pH-mètres

2.1.2. Réguler par le pH

Le régulateur de pH

Un système asservi au pH utilise un régulateur de pH (contrôleur pH). Ce dernier automatise la régulation, prenant en compte rapidement les dérives liées aux impacts externes sur le pH (pression de gaz, température, vitesse de dissolution de calcaire…) réduisant ainsi le risque de dérive de fonctionnement. Le coût plus élevé se justifie par la fiabilité nécessaire au pilotage de fonctions parfois critiques.
La régulation est cependant binaire avec une certaine inertie. Elle oscille donc dans une certaine plage (ex. pH interne d’un RAC). La sensibilité et la fiabilité de l’équipement conditionnent alors l’étendue des dérives. Des modèles plus élaborés proposent des options telles que l’enregistrement des mesures, des alertes, le paramétrage et le suivi via Wifi…).

Le régulateur de pH associe plusieurs éléments :

• La mesure du pH : un pH-mètre et sa sonde externe décrits ci-dessus.
• La régulation du pH : le dépassement d’une valeur de pH (consigne) commande un organe (électrovanne, pompe doseuse, ventilation…). C’est le cas de la régulation des injections de CO₂ pour la croissance des plantes d’eau douce, celle de CO2 dans un réacteur à calcaire ou au contact d’eau de chaux pour la supplémentation en carbonates et calcium d’un aquarium récifal.
  Des ordinateurs de gestion d’aquarium intégrant mesure et régulation peuvent accomplir la mission : Apex neptune, GHL – ProfiLux.
• Câble de connexion à l’organe commandé (EV, pompe…) dont la tension de fonctionnement et la broche correspondent aux spécifications du fabricant.
• Alimentation en courant : indispensable puisque ces appareils mesurent et pilotent automatiquement en continu selon le pH.

Modèles de régulateurs de pH

Choix d’un mesureur ou régulateur de pH

L’équipement doit répondre à des critères selon l’utilisation envisagée (tableau 1) : qualité électronique ; exactitude ; résolution de l’affichage ; fiabilité dans une ambiance parfois saline, déclenchement haut ou bas pH, réglage de l’hystérésis (déclenchement au-delà de la consigne).

2.1.3. Exactitude et résolution du pH-mètre

Ces deux caractéristiques ont parfois les mêmes valeurs mais pas la même importance.

• Résolution : il ne s’agit que des décimales affichées. Une résolution 0,01 pH affiche deux chiffres après la virgule. Se méfier d’une notice annonçant une résolution 0,01 pH qui oublierait de signaler une exactitude 0,1 pH.
• Exactitude (E) : parfois injustement nommée précision, elle s’exprime par l’incertitude de mesure ou erreur maximale tolérée (EMT). Par exemple pour une EMT ± 0,02 pH, la valeur lue étant 8,00, la valeur réelle se situe entre 7.98 et 8.02 pH.
  L’exactitude s’exprime parfois par EMT ± (A + B%), A étant une erreur fixe (liée à l’offset, au bruit, à la résolution…) et B une erreur (liée au gain, à l’amplification). Cette dernière est fréquemment un nombre de digit (dernier chiffre affiché) ou parfois proportionnelle, soit à la valeur lue, soit à la pleine échelle pleine (full scale FS). Par exemple, pour un pH-mètre dont la résolution est 0,02 pH :
  – Digit : 8,20 ± (0,1 pH + 2 digit) = 8,20 ± (0,10 + 2 x 0,02) = 8,20 ± (0,10 + 0,04) = 8,20 ± 0,14, soit 8,06 à 8,34 pH
  – Valeur %: 8,20 ± (0,1 pH + 1 % ) = 8,20 ± (0,1 + 0,082) = 8,20 ± 0,182 soit 8,02 à 8,38 pH

  Noter que l’exactitude est la combinaison de la justesse (proximité des valeurs mesurées et vraies) et de la fidélité (dispersion des valeurs mesurées). Cette dernière dépend de la répétabilité (même opérateur, appareil, conditions, court intervalle) et de la reproductibilité (opérateur, jour… différents), elle peut être grandement affectée par une évolution des conditions de mesure dans l’aquarium (usure, courant, parasitages…). D’où l’importance de procéder à des étalonnages réguliers et crédibles comme on va le voir.

2.2. La sonde de mesure pH

2.2.1 Caractéristiques de la sonde pH

La sonde pH est un capteur électrochimique extrêmement sensible dont la fiabilité dépend étroitement de sa qualité, de son entretien, de l’environnement électrique, électronique et chimique de l’aquarium où coexistent pompes, chauffages, éclairages et autres capteurs immergés. Les mesures peuvent devenir instables, bruitées ou trompeuses si certaines précautions ne sont pas respectées. C’est l’organe essentiel qui conditionne la fiabilité de la mesure à sa source : le pH-mètre le plus précis n’exploitera pas ses excellentes caractéristiques avec une sonde de mauvaise qualité.

Concrètement, sa qualité dépend principalement des critères :

• Stabilité électrochimique : capacité des électrodes à maintenir un potentiel stable dans le temps, sans recalibrages intempestifs. Elle dépend de la qualité du verre, des électrodes, de l’électrolyte de référence, de la jonction.
• Cinétique de réponse : c’est la vitesse à laquelle la sonde atteint sa valeur stable après un changement de pH. Elle dépend des matériaux choisis pour les électrolytes. Une sonde standard d’aquarium atteint 95 % de la valeur finale en 20 à 40 secondes et stable en moins de 2 minutes, 95 % en 10 à 20 s pour des sondes performantes. Une sonde dégradée se manifeste par une réponse lente, au-delà de 60 secondes elle est probablement hors service.
• Résistance au colmatage : on évoque ici l’usure des jonctions liée au choix des matériaux, leur environnement et à la maintenance de la sonde.

2.2.2. Éléments de la sonde pH

La sonde pH, en verre ou en matériau composite, combine aujourd’hui deux électrodes (sonde combinée), l’une pour la mesure et l’autre comme référence de mesure, toutes deux baignant dans un électrolyte adapté au milieu. L’ensemble comporte plusieurs éléments (schéma) :

• Compartiment de mesure : il contient l’électrode de mesure en argent/chlorure d’argent Ag/AgCl baignant dans une solution tamponnée avec HCl, à pH acide constant. Son rôle est de générer un potentiel électrochimique. Á sa base le bulbe en verre spécial alcalino-silicaté constitue une membrane sélective formant une barrière au liquide à mesurer mais laissant passer ses ions H⁺. Il n’est pas conducteur à sec, une sonde sèche ne mesure pas. En présence d’eau, une couche hydratée gélifiée de quelques dizaines de nanomètres se forme à la surface dans laquelle l’échange ionique est possible.
• Compartiment de référence : une électrode Ag/AgCl baigne dans un électrolyte, en général du chlorure de potassium KCl saturé en AgCl, assurant un potentiel de référence stable. Cet électrolyte se présente sous forme liquide, parfois rechargeable, stable et durable, ou sous forme de gel à durée de vie plus courte mais sans maintenance particulière.
• Compartiment intermédiaire : cette zone tampon isole les deux compartiments précédents des milieux agressifs afin de protéger la référence interne en limitant la diffusion des contaminants tout en maintenant une continuité ionique. On parle alors de sonde à double jonctions. Il ne contient qu’un électrolyte, parfois différent de celui du compartiment de référence.
• Jonctions : les compartiments communiquent entre eux par une interface, la jonction, qui assure le contact ionique entre l’électrolyte interne et le milieu extérieur.
  • Jonction extérieure : c’est un élément critique qui s’use, se colmate et conditionne la durée de vie de la sonde. En aquarium les particules fines, les précipités (CaCO₃), les biofilms bactériens, les matières organiques peuvent obstruer la jonction. Ce colmatage est source de bruits de mesure, d’une augmentation de l’erreur de mesure et du temps de réponse. Généralement en matériau céramique, en milieu industriel agressif la jonction peut être en PTFE ou en élastomère, plus résistante au colmatage, voire sans jonction avec un orifice.
  • Jonction interne : une jonction supplémentaire se situe à l’interface des compartiments intermédiaire et de référence. La sonde double jonction est conseillée en milieu agressif et très ionique, chargé en fines de calcium de carbonates et en CO₂ tel que dans un réacteur à calcaire ou en présence d’eau de chaux.
• Connexion au contrôleur pH, en général avec une prise BNC
• Câble de longueur adaptée, en général 1,5 m, 3 m, voire plus. Une attention particulière doit se porter sur l’étanchéité entre fil et capuchon de la sonde, parfois source d’infiltration d’eau.
• Capteur de température : certaines sondes dites 3-en-1 intègrent un capteur de température pour compenser le calcul dans les situations de variations importantes.

2.2.3. Utilisation de la sonde pH

La sondes pH est un dispositif sensible dont la durée de vie en aquariophilie est limitée à environ 12 mois au-delà desquels le temps de réponse devient lent, le signal incohérent. Toute électrode vieillit en raison de la chimie du verre, même lorsqu’elle n’est pas utilisée. Des résidus sur la membrane en verre ou des réactions du système de référence peuvent simplement perturber les échanges.

Quelques précautions d’emploi permettent de doubler la durée de vie :

Manipulations

• Avant la première utilisation, immerger 8 heures dans solution de conservation (KCl à 3 mol/L).
• A l’achat Éviter les chocs mécaniques et thermiques.
• Ne jamais essuyer le bulbe avec un papier qui pourrait rayer et endommager la membrane en retirant la couche de gel et en créant une charge électrostatique source de dysfonctionnements.
• Eviter la contamination : nettoyage et rinçages périodiques avec un solvant approprié.

Mesures dans l’eau à tester

• Rincer rapidement la sonde à l’eau pure : distillée, déminéralisée, déionisée.
• Immerger la sonde (bulbe et jonction extérieure) dans un becher rempli d’eau à tester.
• Remuer doucement, sans agiter.
• Laisser le temps à la sonde de se stabiliser 1 à 3 minutes selon l’usure, avant lecture.
• Rincer entre deux mesures dans des liquides différents.

Implantation d’une sonde pH fixe

La sonde pH sera ménagée en respectant quelques consignes :

• Fixer à un support d’électrode pour conserver la position et éviter la chute dans l’eau.
• Position verticale, voire légèrement inclinée d’un angle < 45° pour assurer un contact électrolytique optimal
• Non totalement immergée : immerger au minimum jusqu’au niveau indiqué par le fabricant sans noyer le capuchon. En effet, sauf certifiées IP68, le câble scellé dans la résine du capuchon n’est pas conçu pour une immersion totale prolongée. Pour cette raison il est recommandé de placer la sonde dans un compartiment de niveau constant, non submergé en cas d’arrêt de pompe de remontée et hors zones fortement exposées à des projections d’eau saline pouvant s’infiltrer par capilarité entre capuchon et câble.
• Éviter les flux directs tels que rejet de pompe, d’écumeur.
• Eviter les bulles d’air (écumeur).
• Éviter la proximité d’organes électriques chauffages, pompes à coutant alternatif, ozoniseur.
• Espacer les organes électroniques : une sonde redox peut interférer électriquement notamment en eau de mer, si les câbles sont mal blindés et les mesures issues d’appareils différents.
• Positionner la sonde dans un flux constamment renouvelé.
• Éviter les zones de turbulence extrême (entrée de cuve technique, proximité de chicanes…). Privilégier les zones à débit modéré et constant.
• Utilisation continue : les sondes utilisées sont prévues pour une utilisation continue 24/7 avec les régulateurs.

Nettoyage, restauration

Lorsque la jonction ou la membrane en verre semblent contaminées, quand la réponse est lente ou l’étalonnage difficile.

1. Détacher les particules solides qui se déposent sur le bulbe en agitant légèrement l’électrode dans l’eau.
2. Tremper la sonde (bulbe et jonction) dans une solution de nettoyage durant 15 à 30 mn selon le niveau d’encrassement. La solution de nettoyage d’acide chlorhydrique (HCl) dilué à ≈ 0,1 à 0,5 M, pour dissoudre carbonates, hydroxydes, dépôts minéraux légers, est parfois complétée de pepsine pour éliminer les dépôts protéiques et le biofilm.
   Ne pas tremper de manière prolongée dans la solution acide.
3. Rincer rapidement à l’eau distillée ou osmosée.
4. Après nettoyage, reconditionner la sonde 15 à 30 min dans la solution de conservation (KCl 3 M).
5. Étalonner la sonde après nettoyage. En effet, la solution de nettoyage diffusée dans la jonction peut provoquer des potentiels de diffusion : les ions H⁺, K⁺, Cl⁻ diffusent à des vitesses inégales générant une différence de potentiel électrique non réaliste.

Il est possible de restaurer la couche de gel (10–100 nm) d’un bulbe desséché par une réhydratation de 12 à 24 heures, voire plusieurs jours pour un bulbe séché durant une longue période, dans une solution de stockage standard (KCl 3 mol/L). Etalonner pour vérifier l’efficacité du traitement.

Stockage

La couche hydratée disparaissant, le verre perd sa sensibilité. La réponse devient lente réduisant sa durée de vie. Le défaut peut être irréversible. De simples précautions limitent l’usure :

• Toujours humide : une sonde pH ne doit jamais être à sec, ne serait-ce que quelques minutes.
• Eau douce interdite : ne jamais stocker la sonde dans de l’eau déminéralisée, osmosée, qui provoquerait un lessivage des ions la rendant inopérante.
• Stockage à court terme : entre les mesures ou lorsque l’électrode n’est pas utilisée pendant de courtes périodes, il est préférable de conserver la sonde (bulbe et jonction) dans son récipient contenant la solution de conservation composée de chlorure de potassium (KCl à 3 mol/L). S’assurer de l’immersion totale du bulbe.
• Stockage long terme : quand la couche hydratée se formant sur le bulbe sèche, elle se contracte, les sites Si–OH se réorganisent la réponse devient lente ou erratique. Aussi, la sonde se stocke dans son capuchon protecteur fourni à l’achat, rempli de solution de conservation (KCl à 3 mol/L). Le bulbe et la jonction doivent être immergés. S’assurer de l’étanchéité à la fermeture sous peine d’évaporation de la solution entraînant la formation de cristaux au niveau de la jonction, voire même à l’intérieur de l’électrode. Ainsi la sonde pourra être utilisée immédiatement avec un temps de réponse court.

Sondes pH

Problèmes fréquents, remèdes.

Cet article a mis en avant des problèmes pouvant survenir durant l’utilisation d’un pH-mètre ou régulateur pH. Le tableau 2 répertorie quelques cas et les actions correspondantes.

3. Étalonner le pH-mètre avec sa sonde

3.1. Principes d’étalonnage

Le pH-mètre et la sonde forment un couple indissociable, ainsi l’étalonnage se réalise toujours pour chaque ensemble appareil + sonde. Une nouvelle sonde implique un nouvel étalonnage. L’étalonnage s’effectue environ tous les mois, et plus fréquemment quand la sonde vieillit. Respecter la fréquence est essentiel quand il s’agit de piloter des fonctions critiques de la maintenance (supplémentation en KH et Ca…).

La relation entre le pH et la tension délivrée par la sonde étant linéaire, l’étalonnage s’effectue en deux points qui caractérisent le point zéro de la droite (offset) et sa pente (inclinaison) (figure 1). Les deux solutions tampons d’étalonnage sont choisies en fonction de la précision souhaitée et de la plage de mesure.

1. Etalonnage du point zéro : avec une solution tampon pH 7, l’électrode pH devant alors délivrer une tension de 0 mV. Toujours réaliser l’étalonnage avec le tampon pH7 en premier.
2. Etalonnage de la pente : la seconde solution tampon doit avoir une valeur de pH proche de la valeur de mesure, avec un écart d’au moins 2 pH, soit en général pH 4,01 pour l’eau douce et pH 918 (ou pH 10,01) pour l’eau de mer.

3.2. Solutions tampon

• Certification : En usage aquariophile il n’est pas essentiel d’utiliser des solutions tampon certifiées. Une solution tampon standard devrait avoir une précision de ± 0,02 unités de pH
• Pouvoir tampon : les solutions d’étalonnage couramment utilisées (phosphate monopotassique et disodique, borax ou carbonate de sodium) se distinguent par leur capacité tampon élevée et leur stabilité à long terme. Elles présentent l’avantage de ne pas se laisser facilement contaminer par d’autres liquides. Pour autant toute précaution doit être prise pour éviter les contaminations lors des manipulations croisées.
• Durée de vie : correctement stockée la solution se conserve environ 1 an.
• Utilisation : limiter l’exposition au dioxyde de carbone de l’air, ne pas agiter fortement.

Les valeurs des solutions tampons résultent de mélanges acide/base normalisés NIST. Plus ou moins sensibles à la température, elles sont établies pour une température de référence 25 °C (tableau 3).

3.3. Mode opératoire d’étalonnage

1. Nettoyer la sonde comme expliqué ci-dessus.
2. Rincer rapidement dans de l’eau déminéralisée ou osmosée puis égoutter avant chaque étalonnage.
3. Essuyer la sonde avec un papier absorbant en évitant tout contact avec le bulbe. Ne pas souffler sur le bulbe, ce qui le sècherait.
4. Tremper dans la solution pH 7 de 1 à 3 mn selon la réactivité de la sonde, le temps nécessaire pour que tampon et électrode soient à la même température. Valider la valeur sur le pH-mètre quand elle est stable.
5. Rincer de nouveau et égoutter entre chaque mesure.
6. Tremper dans la solution pH 9 (ou pH 4) de 1 à 3 mn et valider, dans les conditions identiques à pH 7.
7. Réitérer les opérations depuis l’étape 2 jusqu’à ce que le pH-mètre indique des valeurs proches (écart ≈ 0,02 pH) sans besoin de réétalonner. Chaque ajustement corrige une partie de l’erreur jusqu’à obtenir une valeur représentative, crédible.
   • Valeurs correctes après1 à 2 itérations : sonde correcte, la pente réelle est > 95 % de la pente théorique.
   • Nécessité de répéter 3 à 4 itérations : sonde colmatée ou usée (vieillissement du verre, hydratation incomplète, dépôts sur le bulbe. La pente réelle peut être > 90 % de la pente théorique. Retenter un nettoyage plus poussé.
   • Impossibilité de retrouver les valeurs correctes : sonde hors d’usage, pente < 90 % de la pente théorique.

En savoir plus

• The theory and practice of pH applications: a guide to pH measurement Mettler-Toledo GmbH 2023

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1. Pourquoi utiliser un RAH

Le réacteur à hydroxyde de calcium (RAH) délivre une solution saturée d’hydroxyde de calcium, très basique (pH ~12). Il s’utilise dans deux principaux cas :

1. Supplémenter les apports en calcium et en carbonates quotidiennement.
2. Compenser la baisse de pH nocturne induite pas l’arrêt de la photosynthèse alors que la respiration des organismes se poursuit. Il peut agir en complément d’autres apports, notamment celui d’un réacteur à calcaire (RAC) parfois lui-même la cause d’un pH bas quand son fonctionnement n’est pas optimisé.

2. Principe de pilotage par plages horaires

2.1. Objectifs

Une approche simple et efficace consiste à programmer l’injection de l’hydroxyde de calcium en fonction du temps, à l’aide d’une pompe péristaltique. La distribution est alors lente en courtes périodes répétées la nuit, selon les besoins du bac. Pour ce, le système doit répondre à des objectifs :

• Période d’injection ciblée, le plus souvent nocturne après l’arrêt de la photosynthèse, par exemple de 20 h à 8 h.
• Quantité injectée modulable, par petites doses évitant la précipitation locale. Elle dépend des paramètres suivants :
  • Débit lent de la pompe péristaltique (20 à 100 ml/mn), parfois modulable sur certaines pompes.
  • Durée des injections (ex. 5 à 30 secondes) : de petites quantités limitent le risque de hausse brutale du pH et la précipitation du calcium et des carbonates.
  • Fréquence des injections (ex. 2 à 30 fois par heure). Des injections régulières stabilisent le pH de manière douce.
• Sécurité : pour éviter les risques d’élévation excessive du pH au-delà de 8,5 il est recommandé de limiter le débit ou la concentration de l’hydroxyde, voire de coupler le système à un contrôleur pH qui stoppera les injections.

2.2. Avantages et inconvénients

Avantages :

• Stabilité du pH nocturne améliorée.
• Apport en calcium et alcalinité, en complément d’un éventuel réacteur à calcaire ou Balling.
• Simplicité de mise en œuvre, sans nécessité de sonde pH ni de régulation en boucle fermée.
• Pas de risque d’injecter trop d’eau de nature à modifier la salinité.
• Peu de risque de dérèglements quand les réglages sont optimisés. Des aquariums de grands volumes utilisent ce système de régulation de pH sans problème durant des années.
• Faible coût.

Inconvénients :

• Nécessité de recharger régulièrement le réacteur en hydroxyde de Ca tous les 2 à 7 jours selon la concentration et l’usage.
• Irrégularité dans le cadre du maintien du pH : on utilise du lait de chaux, une dilution fortement concentrée au-delà de la limite de solubilité de l’hydroxyde de calcium. Cependant la concentration interne diminue à chaque injection j’usqu’à atteindre une solution tout saturée, assez limpide, l’eau de chaux.
• Les injections introduisent aussi de l’eau dont le volume quotidien doit rester inférieur à l’évaporation.
  • La suplémentation de Ca et KH souvent avec de l’eau de chaux, une solution limpide saturée en hydroxyde, trouve alors sa limite en présence d’une forte densité d’animaux calcificateurs.
  • Le maintien du pH nocturne impose souvent d’utiliser du lait de chaux, une dilution blanchâtre sursaturée de poudre.

3. Quelle quantité d’hydroxyde de calcium injecter

Toute supplémentation, quelle qu’elle soit, se détermine selon la consommation du ou des éléments consommés quotidiennement.

L’hydroxyde de calcium permet d’obtenir du calcium et des carbonates Ca(OH)₂ → Ca²⁺ + 2OH₂ dans un ratio fixe. Le calcium est immédiatement disponible tandis que les ions OH_– réagissent avec le CO₂ dissous pour former des carbonates (nécessité de gaz carbonique dissous dans l’eau).

Les coraux qui fabriquent principalement du carbonate de calcium CaCO₃ sous forme aragonite consomment du calcium et des carbonates selon un ratio stable, avec une stœchiométrie proche de 1:1 en mole. Le récifaliste connaissant la consommation quotidienne de carbonates via la mesure facile du KH ou le tableau ci-contre, peut facilement en déduire la quantité d’hydroxyde de calcium : 1 dKH consommé = 20 × 0,357 ≈ 7,1 mg de Ca(OH)₂ par litre d’eau. Ainsi, un aquarium de volume V consommant X dKH par jour, nécessite :

Masse journalière Ca(OH)₂ (g) = 0,0071 x X (dKH) x V (l)

Exemple : un aquarium de 1000 l consommant 1,5 dKH/j nécessite 0,0071 × 1,5 × 1000 = 10,650 g de Ca(OH)₂ par jour, soit 11 g (une cuillère à soupe bombée ≈ 12 g).

Dans la pratique la consommation dépend de l’ensemble des organismes calcificateurs (coraux, mollusques tels que les bénitiers…). Les paramétrages ne sont validés qu’après essais et sont réajustés selon l’évolution.

3. Réalisation DIY de pilotage du RAH

3.1. Composants

Le choix des composants a ici pour objectif une réalisation accessible à un bricoleur non expert. Elle fait appel à deux modules électroniques l’un pour la minuterie (horloge journalière) et l’autre pour les séquences de distributions (timer), le tout pour un coût modique d’environ 35 €.

	Module minuterie (3 €) : il s’agit du module XH-M196 12 VCC, 50 mA. Il permet de programmer 3 plages d’heures quotidiennes à la minute près. Toute période débutant avant minuit et finissant après minuit nécessite deux plages horaires (ex. 20h00 – 23h59 puis 0h00 – 8h00). Une batterie permet de conserver l’heure en cas de coupure de courant. La notice Horloge XH-M196 détaille le paramétrage.
	Module timer (2 €): le module relais temporisé XY-J104 12 VCC, 50 mA. Il permet plusieurs configurations de successions ON/OFF avec une précision de 0,1 s, 1 s ou 1 mn selon le cas, pour piloter un relais. La notice Relais temporisé XY-J102, J104 détaille le paramétrage. Dans notre cas (programme P1.3) une succession d’états marche/arrêt, débutant par une séquence ON, paramétrables de 1 s à 999 mn, se succèdent durant la la plage horaire.
	Pompe péristaltique (5 – 12 €): une pompe 12 VCC, 500 mA de débit 20 à 100 ml/mn (ex. Kamoer KPHM100-HEB10 de 90 ml/mn) avec tube PBT.
	2 connecteurs (1 €) prise Jack femelle de montage sur panneau 5.5 x 2.1 mm, l’un pour l’alimentation 12 V et la pompe 12 V interne au RAH.
	Interrupteur à bascule (0,5 €) 3 broches, dia 15 mm, pour commuter l’appareil en marche auto et forcée si besoin.
	Alimentation (3 €) 12 VCC, 3A.
	Boitier (6 €) ABS couvercle transparent 120 x 120 x 90 mm
	Pompe interne RAH (10 €) : j’ai profité de l’occasion pour changer la pompe initiale 230 V par une pompe très basse tension compatible avec les composants modèle brushless JT750, 12 V, 17 W, 1400 mA , 700 l/h, IP68. L’usage dira s’il faut s’orienter vers un axe en céramique plus fiable.
	Accessoires : fil 0,3 mm2 ; soudure, fixation…

3.2. Assemblage électrique

3.3 Montage des composants

Dans l’urgence le montage ci-dessous utilise un modèle provisoire de pompe péristaltique et de boitier.

3.4 Fonctionnement du programme

Dans la vidéo, à 15h53 le démarrage de la pompe se produit après 15 s, puis s’arrête à 10 s. Ce n’est pas la configuration finale dans laquelle la séquence ON (démarrage) a lieu en premier.

Pour mon aquarium de 1000 l moyennement peuplé, j’ai injecté du lait de chaux durant 10 secondes toutes les 3 minutes entre 20h et 8h.

Assemblage et fonctionnement

3.5 Assemblage avec le réacteur

J’utilise ici un vieux réacteur à hydroxyde Ratz qui m’a rendu de loyaux services à mes débuts. J’ai simplement changé la pompe de mélangeage pour un modèle très basse tension 12 VCC dont la connexion passe au travers du couvercle pour un remplacement éventuel.

4. Conclusion

Mon utilisation destinée à réguler le pH nocturne d’un aquarium de 1000 l moyennement peuplé a nécessité l’ajout de 2 cuillères à soupe d’hydroxyde de calcium tous les 2 jours, stabilisant le pH globalement entre 8,0 et 8,4. Cette solution ne me permettant pas de réguler le pH de manière autonome lors d’absences prolongées, je l’ai abandonnée.

La programmation temporelle des injections d’hydroxyde de calcium reste une solution accessible et efficace pour stabiliser le pH d’un aquarium récifal. Elle demande une attention régulière et un bon ajustement des volumes injectés pour éviter les déséquilibres, mais s’avère une méthode fiable pour maintenir la chimie de l’eau.

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1. Concept du géocooling

La géothermie profonde, exploite la chaleur des couches souterraines à grande profondeur (chaleur résiduelle et issue des réactions internes), pour produire de l’énergie. Le géocooling, ou refroidissement géothermique passif, utilise simplement la fraîcheur naturelle des couches superficielles du sol, à faible profondeur, pour abaisser la température d’un local ou d’un fluide. En effet, à l’état naturel le sous-sol conserve une température relativement constante à partir d’une dizaine de mètres, de l’ordre de 10 à 14 °C en Europe occidentale. Elle varie selon les régions et les caractéristiques géologiques locales. Dans une région tempérée, en été on peut espérer une température d’environ 15 °C dès un mètre de profondeur et 16 à 19 °C à 50 cm (figure 1). Ce concept est depuis longtemps utilisé dans les puits canadiens (puit provençal) (figure 2) pour rafraichir l’air ambiant. Il retrouve un intérêt dans la production des pompes à chaleur géothermiques. Dans ce cas la terre préchauffe l’eau. (figure 3).

L’influence de la température extérieure augmente rapidement dans les faibles profondeurs. Dans la pratique on enfouit les installations à une profondeur hors gel : 30 à 50 cm dans le sud de la France, 50 à 80 cm au centre et 80 cm à 1 m dans le nord, voire plus dans les zones montagneuses.

2. Le contexte

2.1. La région

L’aquarium est situé dans le Sud-ouest de la France, à Montauban, en bordure de la grande plaine formée par la Garonne. Une situation géographique à l’abri des influences océaniques directes, avec un sol argileux et sec en été, emmagasinant la chaleur durant la journée. La température estivale atteint des niveaux importants avec quelques épisodes annuels de canicules (température > 30°C, plus de 3 jours, sans rafraichissement nocturne). Le dernier record en 2023 a enregistré à Toulouse une température de 42,4 °C, plusieurs jours, avec un pic nocturne exceptionnel à 34 °C. Chauds les animaux !

2.2. L’aquarium

Il s’agit d’un bac récifal de 1000 litres, abritant une population composée essentiellement de coraux durs (SPS et LPS), d’autres invertébrés variés (anémones, étoiles de mer, ophiures, escargots, holothuries) et quelques poissons tropicaux. Le bac est situé dans une pièce légèrement climatisée, orientée sud-est, proche d’une baie vitrée. La chaleur qui se dégage de la rampe d’éclairage LED de 600 W et des équipements immergés (pompes, écumeur, brassage) entraîne une élévation naturelle de la température ayant déjà dépassé 30 °C en période estivale.

2.3. L’expérience du passé

J’ai maintenu ce type d’aquarium durant 20 ans dans la même région, dans une maison ancienne, fraiche mais mal isolée, avec malheureusement quelques sueurs estivales pour les occupants. L’éclairage HQI aidant, au-delà de 3 jours à plus de 30 °C les coraux montraient des signes de faiblesse. Les bactéries se développaient à vive allure et, avec l’affaiblissement des coraux, les pathogènes prenaient le dessus se traduisant par des nécroses (STN et RTN) à répétitions. Un groupe froid de 650 W assurait (difficilement lors des canicules) la régulation au prix d’un fonctionnement de 15 heures par jour, de début juin à fin septembre, avec son lot d’inconvénients : le bruit, la température dégagée et la douloureuse note d’électricité.

J’ai déjà eu recours à des ventilateurs qui ont vite montré leurs limites. Un premier test de pseudo géothermie avec un tuyau installé dans un vide sanitaire trop tempéré, s’est révélé totalement inefficace avec un gain de 0,2 °C. Insuffisant pour compenser les sources de chaleur.

2.4. Les expérimentations

Fort de ces constats, l’opportunité de la construction de ma nouvelle maison, m’a permis de mieux envisager la géothermie. Cependant, je ne souhaitais pas refroidir directement l’eau de l’aquarium, craignant une action bactérienne au sein du tuyau enterré quelque peu hypoxique. La durée du passage est de l’ordre de 1,5 mn.

Avec l’option d’un échangeur et pour anticiper les besoins, j’ai tenté le calcul du bilan des échanges thermodynamiques : air ambiant / verre, propagation au sein verre, au contact verre / eau, l’inertie dans l’eau du bac, au contact eau / échangeur, dans le tuyau de rafraichissement enterré et contact tuyau / terre, en incluant les apports caloriques des pompes, de l’éclairage… et je me suis perdu. J’ai donc tenté l’expérimentation.

Dans un premier temps, j’ai opté pour un échangeur géothermie/bac, à placer dans la cuve technique. A l’heure où l’on fait la chasse aux microgrammes par litre de métaux dissous, il est difficile de trouver des matériaux suffisamment conducteurs et non oxydants dans l’eau de mer.
J’ai d’abord opté pour un tuyau PET d’adduction d’eau. Mauvais conducteur mais de faible épaisseur… pourquoi pas ? Après modélisation 3D, et quelques pièces imprimées il conservait sa forme en serpentin (figures 4 à 6). Échec, le gain s’est limité à 0,8°C !
J’ai donc tenté le serpentin en métal. Le titane étant trop cher pour un résultat incertain, j’ai opté pour de l’inox. L’inox 304 L (A2) s’oxyde dans l’eau de mer. Pour éviter son contact direct avec l’eau, j’ai réussi à le passer tant bien que mal dans un tuyau souple PVC cristal (figure 7). Le bilan n’a pas été meilleur.

Un récifaliste adepte depuis longtemps de la géothermie a levé mes craintes liées à une action bactérienne. J’ai donc abandonné l’idée de l’échangeur. Tout devenait plus simple et prometteur.

3. Réalisation du refroidissement géothermique

3.1. Enfouissement du circuit

L’enfouissement sous le vide sanitaire durant la construction de la maison a facilité l’opération. Pour autant il suffit de quelques saignées dans le sol sans besoin de creuser large et profond à la pelle mécanique. Cela peut se généraliser à de nombreuses situations.

J’ai profité du week-end précédant le montage du vide sanitaire et le coulage de la dalle pour entamer les saignées (figures 8 et 9). Je souhaitais réaliser deux saignées de profondeur 80 cm déportées l’une à côté de l’autre. La grippe et la fatigue du moment en ont décidé autrement : les deux enroulements du tuyau (50 m de tuyau alimentation PE dia. 32) seront superposés à 50 et 60 cm de profondeur. J’ai espéré que le circuit étant enterré sous le vide sanitaire, il serait moins soumis à la température extérieure.

Les deux bouts sont réservés dans le futur local technique (figure 10).

3.2. Dispositif dans l’aquarium

• Circulation : Des tuyaux PVC souple alimentaire sont emmanchés aux deux extremités du tuyau PE diamètre 32 mm. L’un vers la pompe de circulation 800 l/h de 15W, placée dans le compartiment arrivé en en aval du micron filtre. L’autre vers une canne de reflux à l’opposé de ce même compartiment, vers le débordement.
• Régulation de température : elle est confiée à un régulateur W3230 avec sonde thermistance NTC10K avec câble de 3 mètres. Il commute la prise d’alimentation (figure 11). La sonde en inox semble relativement sensible à l’eau de mer. Je la change dès que le régulateur donne des valeurs incohérentes. Privilégier un modèle tout plastique, ou alors l’isoler, incluse dans un tube fin en plastique contenant de la colle silicone.

3.3. Arrêt, mise en route

Arrêt et mise en route sont finalement plus rapide qu’avec le groupe froid.

Á l’arrêt :

1. Déconnecter le circuit de la cuve technique.
2. Introduire la pompe dans un seau d’eau douce (20 litres) jusqu’à évacuer l’eau de mer.
3. Laisser circuler environ 30 mn en circuit fermé dans un seau d’eau douce contenant un peu d’eau de javel.
4. Laisser le tuyau plein, en l’état pour l’hiver.

Á la remise en route :

• Remplacer le contenu d’eau douce traitée par de l’eau douce du réseau.
• Laisser rincer en circuit fermé 30 mn.
• Injecter de l’eau de mer issue de l’aquarium jusqu’à ce que le densimètre a aiguille indique l’absence d’eau douce.
• Immerger la pompe dans la cuve technique et positionner le rejet en aval de celle-ci.
• La sonde de température est placée entre entrée et sortie de géocooling, de telle sorte que les ajustements de température soient progressifs, sans délai.

3.4. Efficacité

Le système s’avère d’une redoutable efficacité depuis 3 ans de fonctionnement. Il a passé sans encombre les épisodes caniculaires, sans besoin de l’appui du groupe froid conservé en secours éventuel. Par exemple à température extérieure 40 °C (à l’ombre) et température intérieure 28 °C, la température du bac est maintenue à 26 °C avec une température de sortie de géocooling à 19°C, soit un gain de 7 °C. Le tout avec 18 W de consommation, sans bruit, sans surchauffe, sans encombrement… et plus écologiquement si ce n’est ma maigre contribution au réchauffement de la terre. Désolé !

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Les produits commerciaux, souvent multi composants, ne répondent pas toujours aux besoins spécifiques de l’aquariophile. Cet article propose de comprendre l’impact des composants, leur choix, pourquoi les utiliser, comprendre la chélation, les conditions d’un apport efficace et propose une méthode pratique pour réaliser ses solutions et contrôler les apports.

1. Macroéléments et oligoéléments

L’eau de mer est une solution complexe contenant une grande variété d’éléments dissous. Le tableau périodique (figure 1) les classe d’un point de vue chimique dans plusieurs groupes et familles, depuis les métaux alcalins, de transition, pauvres, les non métaux, métalloïdes et halogènes. On peut aussi les distinguer selon leur concentration, leurs rôles ou le niveau de consommation biologique… la liste qui suit n’est qu’informative :

• Les macro-éléments, présents en concentrations élevées (mg/l), responsables de la salinité S35, de l’équilibre ionique, de l’effet tampon (KH) ainsi que de la calcification des coraux et autres organismes. Il s’agit des chlorures (Cl), sodium (Na), sulfates (SO4), magnésium (Mg), calcium (Ca), potassium (K), carbonates (CO3, HCO3), brome (Br), bore (B), strontium (Sr), fluor (F).
• Les oligo-éléments, sont présents en très faibles concentrations (µg/l) mais essentiels au métabolisme des organismes et au bon fonctionnement de l’aquarium : chrome (Cr), cobalt (Co), cuivre (Cu), fer (Fe), manganèse (Mn), molybdène (Mo), nickel (Ni), vanadium (V), zinc (Zn),  sélénium (Se), silicium (Si), iode (I), fluor (F), lithium (Li)…
  Parmi ces derniers, certains métaux (Cu, Zn, Cr, V, Ag) sont à la fois des oligo-éléments bénéfiques à faible dose mais potentiellement toxiques selon la concentration. Ils méritent une grande attention lors du dosage.
• Les nutriments : essentiels à la croissance des organismes en quantité moindre que les macro-éléments : azote (N), phosphore (P), carbone (C).
• Les métaux lourds, toxiques qui n’ont aucune fonction biologique et que l’on ne supplémente jamais : mercure (Hg), plomb (Pb), cadmium (Cd), thallium (Tl), arsenic (As), béryllium (Be)…

Le protocole de supplémentation se soucie guère de la concentration. Par simplification, des macro éléments tels que brome (Br), bore (B), strontium (Sr), fluor (F) à faible concentration dans l’eau de mer (1 à 65 mg/l) pourront être traités ici comme des oligoéléments.

Source : Wikipédia

2. Sources d'(oligo)éléments pour les organismes marins

Les oligo-éléments peuvent être assimilés selon deux voies principales : via la nourriture sous forme particulaire et par absorption directe depuis l’eau sous forme dissoute.

2.1. Capture de nourriture particulaire

C’est le mode d’apport nourricier à privilégier dans notre aquarium. Les organismes de l’aquarium : coraux et autres invertébrés filtreurs ou non, tirent leurs oligo-éléments essentiellement à partir de leur nourriture. En effet, ils assimilent mieux certains métaux quand ils sont incorporés dans des composés organiques (enzymes, protéines, microalgues, bactéries, etc.). Par exemple les poissons et coraux absorbent mieux le fer lorsqu’il est intégré dans des cellules vivantes (phytoplancton, zooplancton).

L’article Alimentation des poissons marins en aquarium traite largement de ce sujet et le Calculateur Nourriture des poissons marins d’aquarium permet d’évaluer les apports pour chaque ingrédient. On y verra que poissons, céphalopodes, crustacés, planctons et algues proposent de nombreux oligoéléments biodisponibles, de manière équilibrée, selon le cas : Ca, Cu, Fe, I, K, Mg, Mn, P, Se, Zn et bien d’autres encore. Les coraux peuvent bénéficier des mêmes avantages directement à partir de nourritures similaires finement broyées, ou indirectement comme maillon de la chaine alimentaire.

2.1. Absorption de composés dissous

Les organismes marins ont à leur disposition des nourritures équilibrées. Il n’en est pas de même avec les aliments aquariophiles aux compositions parfois mystérieuses. Les préparations plus équilibrées constituées de produits marins (fruits de mer, algues…) présentent de meilleures garanties. Cependant il existe le risque de proposer insuffisamment un constituant particulier pouvant conduire à une carence. Aussi on aura intérêt à proposer les oligoéléments assimilés par absorption.

En effet, de nombreux invertébrés absorbent des oligo-éléments sous forme dissoute dans l’eau. Par exemple les coraux durs et les mollusques à coquille y puisent Ca, Sr, Mg, Mn… pour la calcification de leur squelette ou coquille. L’absorption de certains éléments se déroule au travers des parois cellulaires externes mais plus généralement par absorption interne après ingestion de l’eau. C’est en partie le cas des coraux.

Si certains éléments sous forme ionique simple (Ca²⁺, Mg²⁺, Sr²⁺, Mn2+, Zn²⁺, Cu²⁺…) sont facilement absorbés, ce n’est pas le cas de ceux qui se présentent sous des formes peu biodisponibles pour des raisons diverses (Fe³⁺, Mn³⁺, MnO2…). Le fer étant le plus difficilement disponible et d’ailleurs souvent carencé en aquarium. Ces derniers, indispensables au métabolisme, peuvent toutefois être absorbés quand ils sont naturellement complexés avec des anions présents dans l’eau de mer : les ligands, tels que les acides aminés et les acides organiques.

Les éléments dissous sont également, et plus facilement, absorbés par les microorganismes tels que les bactéries, protozoaires, planctons… constituant la nourriture des coraux. Ces derniers bénéficient ainsi indirectement des oligoéléments disponibles dans l’eau.

En aquarium on aura donc intérêt à proposer les oligoéléments dissous en quantité suffisante et sous formes assimilables liées à des composants organiques.

3. Pourquoi utiliser des solutions d'(oligo)éléments

L’aquarium est le siège de nombreuses réactions chimiques ou biochimiques telles que les transformations de l’azote, les changements d’états du carbone inorganique, les précipitations, les réactions d’oxydoréduction, la photosynthèse des algues, la respiration des organismes, la dismutation de l’iode…. La qualité de l’eau est ainsi en constante évolution.

Ses constituants et leur concentration, nous l’avons abordé, jouent un rôle souvent important sur les processus métaboliques des organismes. Le récifaliste doit donc surveiller régulièrement la présence des oligoéléments en quantité nécessaire. L’article Traitements de l’eau récifale définit, pour les principaux éléments mesurés, le taux normal et l’impact d’une carence ou d’un excès sur les coraux. Le récifaliste accorde un intérêt particulier aux coraux que l’on sait sensibles aux dérives. Ce faisant c’est l’ensemble des habitants (invertébrés et poissons), et plus globalement l’équilibre de l’aquarium qui en bénéficient.

Les fluctuations de la qualité de l’eau se traduisent à l’équilibre par un bilan de consommation des différents constituant que révèlent les analyses chimiques ICP au moment du prélèvement. Le récifaliste est donc en mesure de corriger les carences observées au cas par cas avec complémentation ponctuelle. S’il exploite différentes analyses ICP sur une période il peut en déduire les consommations journalières en microgrammes d’élément par litre d’aquarium (µg/l/j) et les anticiper par des supplémentations régulières.

Ces ajouts se réalisent au moyen de solutions contenant les éléments (majeurs ou à l’état de traces) visés. Il dispose de produits commerciaux et, s’il le juge pertinent, de solutions qu’il peut lui-même préparer.

3.1. Produits commerciaux

Le commerce propose de nombreux produits. Ils ne sont malheureusement pas toujours adaptés à une supplémentation ciblée, soit que le produit est composé de différents oligoéléments non identifiés, ni quantifiés, soit que la gamme proposée est incomplète (ex. limitée à l’iode).

On le constate sur les réseaux sociaux, la supplémentation axée sur les seuls éléments en carence convainc de plus en plus d’aquariophiles lassés par les dérives inéluctablement engendrées par des produits multiéléments. Quelques enseignes proposent heureusement des oligoéléments individuels, tels que les produits Tridacna, les gammes ATI Trace Elements, Fauna Marin Elementals, et plus récemment d’autres enseignent ont emboité la démarche.

Plus récemment on peut saluer l’offre de la société Turtle System qui propose une gamme très complète de solutions concentrées et de composition connue, en kits économiquement attractifs. L’aquariophile peut enfin savoir ce qu’il introduit et combien. Cette société a mis en place un protocole No water change (NWC) réduisant à l’extrême les changements d’eau. Son soutien personnalisé démocratise une aquariophilie récifale réfléchie et maitrisée.

Selon les fiches techniques, on peut regretter que de nombreux oligoéléments ne soient pas chélatés. Ce traitement parait pourtant essentiel avec certains métaux, dans le contexte récifal, comme on le verra. Il pourrait expliquer une certaine instabilité et le fait qu’ils ne sont jamais détectables à l’ICP malgré des apports quotidiens parfois importants.

Quelques produits commerciaux.

3.2. Solutions d’oligoéléments DIY

En France, l’offre proposée récemment par la société Turtle System présente tant d’avantages qu’on peut légitimement s’interroger sur l’intérêt de réaliser soi-même ses solutions. En effet, il faut trouver les fournisseurs au détail, choisir parmi les nombreuses molécules celles qui sont acceptables, avec le niveau de pureté adéquat et garanti, disponibles en petite quantité, à coût abordable… certains composés étant difficile à trouver. Il est nécessaire de conserver les produits sans altération, peser avec du matériel de précision, homogénéiser avec rigueur, procéder à des couplages chimiques, approvisionner des récipients adaptés, conditionner sans contamination… le tout en considérant le caractère dangereux, voire toxique, de cetains produits chimiques. De quoi investir dans du matériel et pourvoir malgré soi, et inutilement, à 20 ans de supplémentation. Ce qui suit montrera que réaliser ses propres solutions s’avère une démarche chronophage finalement plus coûteuse que certaines solutions prêtes à l’emploi.

La majorité des aquariophiles pourra donc arrêter ici sa lecture, sauf à titre documentaire. Cet article s’adresse à la petite minorité de ceux qui ne trouveraient pas satisfaction dans l’offre professionnelle, que les volumes à traiter ne soient pas adaptés, le budget très serré, que l’on soit un irréductible adepte du DIY ou simplement comme moi, qui ont besoin d’expérimenter pour comprendre.

4. Choix des éléments

Les éléments ne sont pas administrés sous leur forme pure, soit parce qu’ils sont insolubles et donc non biodisponibles (Fe, Mn, V), soit qu’ils sont hautement réactifs et pour certains, explosifs au contact de l’eau et de l’oxygène (Na, K), inflammables (Mg), toxiques à l’état pur (Cu, I₂) ou qu’ils ne sont tout simplement pas assimilables (fer ferrique Fe³⁺).

Le processus d’absorption des organismes marins nécessite des formes dissoutes et parfois complexes (liés à d’autres ions ou molécules, inorganiques ou organiques) pour qu’ils soient biodisponibles et exploitables. Plusieurs critères influencent le choix des composés.

4.1. Critères de choix des composés

Il importe de sélectionner les composés les plus adaptés selon plusieurs critères :

• Biodisponibilité : Une forme chimique d’un oligoélément peut être mieux absorbée par les organismes marins que d’autres. Par exemple un fer chélaté est mieux absorbé par les coraux.
• Stabilité chimique : Une molécule stable assure que l’oligoélément reste disponible sur une longue période, sans se dégrader par des précipitations ou des réactions chimiques indésirables au pH de l’eau de mer.
• Compatibilité avec les autres composants de l’eau : Certaines molécules peuvent réagir avec des éléments de l’eau et conduire à des précipitations et une perte de l’oligoélément. Les sulfates de fer ou de manganèse sont relativement stables et n’interfèrent pas avec les autres ions majeurs de l’eau de mer (calcium, magnésium, sodium…).
• Toxicité pour les animaux : Certains éléments sont toxiques pour les coraux et d’autres organismes marins, même en faible quantité. Les formes chélatées de zinc ou de cuivre sont moins toxiques que leur formes ioniques (Zn²⁺, Cu²⁺).
• Dangerosité pour l’homme : certaines molécules présentent des risques importants pour l’homme. On pourra privilégier les moins agressives pour un même métal.
• Solubilité dans l’eau osmosée : Les oligoéléments préparés à des concentrations très faibles doivent pouvoir se diluer facilement. Par exemple, l’iode devient rapidement toxique à faible concentration. La solubilité de certains produits est parfois si faible que leur forme n’est pas envisageable. On préfère utiliser les sels des métaux (chlorures, sulfates..) et les formes hydratées pour leur meilleure solubilité en eau osmosée et marine.

• Solubilité dans l’eau de mer : Les molécules doivent également être suffisamment solubles au pH de l’eau de mer pour que l’oligoélément reste dissous et disponible pour les organismes marins. Les sulfates ou les complexes chélatés sont plus solubles dans l’eau que d’autres.
• Offre commerciale : Certaines molécules sont peu disponibles pour un achat en petite quantité par un particulier amateur.
• Coût : Les conditionnements et le niveau de pureté peuvent être si importants que le produit devient prohibitif. Les sulfates et chlorures sont généralement plus accessibles.

4.2. Niveaux de pureté

Faire soi-même ne signifie pas introduire n’importe quoi. De nombreuses normes déterminent les taux de pureté exigés pour les produits chimiques. Les normes nationales ne sont cependant pas toujours harmonisées, et les règlements ne précisent des limites acceptables que pour un secteur d’activités. Ainsi le niveau de pureté des produits chimiques dépend essentiellement du domaine d’utilisation et peut varier de manière importante de l’un à l’autre. Le tableau 1 propose une évaluation globale des niveaux de pureté selon le cas.

Dans le cadre de la supplémentation on visera les produits de pureté de 98 à 99 % destinés à un usage pharmaceutique ou alimentaire. Leurs normes strictes limitent la concentration de contaminants tels que l’arsenic et le plomb, à des niveaux extrêmement faibles (ex. ≤ 1-2 ppm). Leur impact sera alors indétectable par ICP compte tenu des faibles dosages introduits.

Contrairement à des éléments comme le nitrate ou le phosphate, les produits toxiques ne sont toutefois pas toujours facilement éliminés par les processus biologiques. Il peut se produire une bioaccumulation des métaux lourds dans les organismes (poissons et invertébrés). Cependant, celle-ci a peu de risque de devenir critique à long terme aux très faibles concentrations utilisées. Pour s’en assurer il convient de réaliser au minimum une analyse ICP annuelle permettant de détecter une éventuelle dérive.

5. Risques associés aux produits chimiques

5.1. Risques sanitaires

Certains composés sont irritants en contact cutané ou des yeux, toxiques voire cancérogènes en cas d’ingestion ou inhalation, ou toxiques pour la reproduction. Ils affectent alors la capacité à concevoir ou nuisent au développement du fœtus chez l’humain ou d’autres espèces. En présence de risques potentiels pour la santé, la règlementation limite parfois la vente à de faibles concentrations (acide borique) ou aux professionnels.

Le tableau 2 situe les niveaux de risques. Il convient de consulter et respecter les fiches de données de sécurité spécifiques à chaque composé.

5.2. Précautions d’utilisation

En présence de risques potentiels pour la santé humaine et animale les produits chimiques doivent toujours être manipulés avec soin, sans risque de contact avec les muqueuses, d’inhalation ou d’ingestion. Consulter les notices techniques et les fiches de données de sécurité et respecter les instructions spécifiques à chaque composé. Plus globalement :

• Stocker dans des conditions sûres, dans des contenants étiquetés et hors de portée des enfants et des adultes non autorisés.
• Stocker à une température modérée à l’abri de la lumière. Indépendamment de leur dégradation certains composés (nitrate de calcium ou sodium) deviennent explosifs à haute dose en présence de chaleur.
• Œuvrer dans un espace ventilé, hors courants d’airs.
• Éviter toute exposition directe.
• Manipuler avec des équipements de protection adaptés (gants, lunettes, masques).
• Respecter les doses recommandées.
• Éviter les déversements dans l’environnement.

6. La chélation

6.1. Chélation d’un métal

Un métal est dit chélaté (Fe chélaté) quand il est lié à une autre molécule, le chélateur, dont la structure entoure l’élément métallique (figure 2), l’empêchant ainsi de se dissocier en ions libres, avec de nombreux effets bénéfiques.

L’eau de mer contient de nombreux métaux (Al, Ba, Co, Cu, Fe, Li, Mn, Mo, Ni, Ru, Sr, V, Zn…). Son caractère ionique facilite la dissolution de composés divers. Mais ce n’est pas le cas de l’eau pure utilisée pour préparer les solutions, dans laquelle des composés métalliques s’y dissolvent sous leur forme élémentaire. C’est le cas des ions Fe, Mn, Zn, Cu, Ni, Co et V. Pour cette raison on privilégie leurs formes de sels (chlorures, sulfates, nitrates, etc.) qui améliorent grandement leur taux de solubilité dans l’eau douce (osmosée) à 25°C comme le montre le tableau 3.

Cependant d’autres aspects rendent la chélation conseillée et parfois indispensable : pour conserver leur état dissous et leur stabilité au pH de l’eau de mer, ou bien lors d’associations multiéléments (ex. Fe + Mn + Zn…).

Le principe de la chélation est ainsi exploité dans de nombreux domaines tels que la médecine : détoxication des métaux lourds ; l’agriculture : apport de micronutriments ; l’alimentaire : pour éviter l’oxydation des huiles et boissons…
En aquariophilie des conditionneurs d’eau neutralisent les métaux lourds présents dans l’eau de l’aquarium ou du robinet, diminuent la toxicité de l’ammoniac et des nitrites. La chélation permet aussi de détoxifier les métaux lourds et divers polluants accumulés en aquarium (ex. Turtle System Heavy Metal REMOVER). Ses effets sont en bien des points positifs dans les solutions d’oligo-éléments.

6.2. Effets de la chélation

Bien qu’il soit possible de combiner des solutions non chélatées de métaux à de très faibles concentrations, dans certains cas cela présente des risques accrus de précipitation, d’oxydation, de non biodisponibilité, de biodisponibilité éphémère et de toxicité. L’utilisation de chélateurs est alors fortement recommandée. Elle présente plusieurs avantages qui peuvent la rendre utile, voire incontournable lorsqu’il s’agit de combiner plusieurs métaux :

Avantages de la chélation

• Solubilité : la chélation améliore la solubilité des ions métalliques lorsque les conditions s’écartent de l’optimum.
• Stabilité : Réduction des risques de précipitation à pH élevé
  • Réduction des risques de précipitation :
    Même à très faible concentration, la probabilité qu’un ion métallique rencontre des ions compétiteurs en très grande concentration dans l’eau de mer, est élevée. Ainsi, les solutions non chélatées de métaux peuvent précipiter sous forme de sels métalliques insolubles en présence d’ions chlorures, sulfates, carbonates voire phosphates. Par exemple, le fer (Fe²⁺ et Fe³⁺), le cuivre (Cu²⁺), précipitent sous forme d’hydroxydes ou d’oxydes avec l’augmentation du pH, de même que le zinc, le manganèse et le nickel ou le chrome qui peut se convertir en hydroxydes, se complexer avec des carbonates, phosphates ou coprécipiter en présence d’autres métaux (Fe, Mn…) sous des formes insolubles.
  • Stabilité du chélateur à pH élevé : Les chélateurs sont donc choisis pour assurer la stabilité du composé au pH d’utilisation de l’eau de mer jusqu’à pH 8,5.
• Prévention de l’oxydation : Certains chélateurs protègent les métaux contre l’oxydation rapide, les conservant sous forme soluble, sur une période plus longue. Ils évitent l’utilisation de stabilisants (acide citrique…) dont l’effet antioxydant s’amenuise à pH élevé marin.
• Biodisponibilité : Les métaux maintenus sous une forme soluble et stable améliore leur disponibilité pour les organismes marins, sur une plus longue période.
• Assimilation : nous avons vu que les complexes de métaux et de molécules organiques sont plus facilement assimilés par les organismes. Il en est ainsi avec les chélateurs que l’on choisira organiques (naturels ou synthétiques).
• Réduction du risque de toxicité : L’amélioration de la solubilité et de la stabilité prévient les concentrations excessives du métal à taux toxiques (ex. Cu).
• Prévention des carences : le métal chélaté, disponible plus longtemps et consommé progressivement, réduit le risque de carences.
• Compatibilités multiéléments : Les très faibles concentrations, en deçà de la limite de solution du composé, contribuent à obtenir sa dissolution complète dans l’eau osmosée. Cependant, en l’absence de chélation certaines combinaisons de métaux peuvent réagir entre-elles. C’est le cas du fer ou du cuivre qui peuvent s’oxyder ou interagir avec des ions compétiteurs, formant des complexes qui ne sont pas nécessaires ou souhaitables, ou pouvant se dégrader et devenir moins disponibles, voire inactifs ou toxiques. Si ce n’est pas immédiat, cela peut se produire dans la durée, en attente de distribution.
  Ainsi la chélation des métaux sensibles est fortement conseillée (tableau 2) pour les solutions d’éléments multiples destinées à la supplémentation par microdosage,

Cependant, ces avantages ne valent que si les chélateurs sont dosés au juste nécessaire. En effet un surdosage peut renforcer les liaisons du complexe réduisant ainsi sa solubilité et sa disponibilité à moyen terme.

Risques liés à la non chélation

• Le métal peut s’accumuler sans être détectable : Le paragraphe précédent a déjà évoqué de nombreux risques. Plus spécifiquement en aquariophilie récifale le métal non chélaté (quand il est nécessaire ou conseillé) peut s’accumuler sur les substrats après sa précipitation au pH de l’eau de mer. Il n’est alors que partiellement consommé par les organismes. C’est ainsi que l’oligoélément peut devenir rapidement indétectable par l’analyse ICP, et qu’en toute bonne foi l’aquariophile supplémente inconsidérément, sans pour autant noter d’impact négatif sur l’équilibre de l’aquarium et de ses habitants.
• Re dissolution du métal accumulé à un niveau toxique : Les précipités en question sont heureusement généralement stables au pH normal d’un aquarium récifal. Cependant, outre leur inefficacité, leur accumulation présente un risque latent si des changements chimiques surviennent tels qu’une chute rapide ou locale du pH. L’élément accumulé peut se remettre en solution et voir son taux atteindre un niveau toxique.

Pour minimiser ces risques, il convient de maintenir une bonne stabilité chimique dans le bac, d’éviter l’accumulation de précipités et de surveiller les concentrations en oligoéléments. La chélation est un élément de cette stratégie. La logique conduit à chélater les métaux supplémentés dès lors qu’ils présentent un risque.

7. Les chélateurs dosages, usages

7.1. Chélateurs recommandés

Il existe de nombreux chélatants organiques (tableau 3). Ils se différencient selon le pH optimal de mise en solution, leur stabilité au pH de l’eau de mer, leur compatibilité et efficacité en présence de certains métaux, leur biodisponibilité et leur facilité d’assimilation… ce qui limite le champ des possibles dans le contexte de l’aquariophile récifale :

7.1.1 Gluconates

Le gluconate de sodium (C₆H₁₁NaO₇), un dérivé de l’acide gluconique produit naturellement par certaines bactéries et champignons, est obtenu ici par synthèse. C’est un excellent choix pour une supplémentation douce et contrôlée. Il est cependant moins efficace en présence de métaux s’oxydant rapidement à pH alcalin supérieur à 8,0. Les gluconates étant très biodisponibles et facilement dégradés par les bactéries dans la durée, il est préférable de les doser en aquarium quotidiennement, en petites quantités.

7.1.2. Polygluconates

Les polygluconates de sodium ou de calcium sont stables au pH de l’aquarium, et également très biodisponibles pour les organismes algues, invertébrés, bactéries. Ils seraient le meilleur choix s’ils étaient disponibles dans le commerce pour les particuliers.

7.1.3. Citrate de sodium

Le citrate de sodium (ex. le citrate de sodium tribasique dihydraté C₆H₅Na₃O₇) offre des liaisons fortes, voire trop fortes avec de nombreux métaux qui ne seraient plus assimilables. Il est donc essentiel de ne pas le surdoser. Il est mieux adapté aux métaux facilement oxydables à pH 8 tels que Fe, Cu, Cr, V, les rendant plus stables au pH de l’aquarium marin et disponibles plus longtemps.

7.1.4. Association gluconate et citrate

Combinés dans un ratio d’environ 50/50, le gluconate de sodium et le citrate de sodium agissent indépendamment, proposant les avantages de chacun en synergie. Cette association revêt un intérêt en présence de métaux peu solubles ou facilement oxydables (Fe, Cu, Cr, V) que le citrate stabilise aux pH 8 à 8,5. Le complexe chélateur-métal reste alors fonctionnel et biodégradable plus longtemps.

7.1.5. Acides humiques

Ils sont constitués d’acide humique et d’acide fulvique, deux éléments de l’humus issu de la décomposition des débris végétaux. Acide humique et fulvique sont proposés seuls ou en association.

Pas facile à trouver en vente si l’on évite les produits à usage agricole ou phytothérapique qui contiennent de nombreuses substances inconnues. Certaines enseignes proposent des produits aquariophiles tels que Dennerle Humin Elixir, Prodibio Humic’water, mais sans mentionner la concentration, indispensable pour calculer le dosage. D’autres indiquent le taux humique (Terralba 16,6 %, Hufu 25%) sans toutefois préciser la neutralité des adjuvants (eau osmosée et autres). Dans le doute, privilégions les plus concentrés et ceux à caractère alimentaire bio.

Les acides humiques se présentent sous les formes :

• Solution garantie sans produits toxiques (bio) de concentration connue (≈ 25 %). Le risque de contamination de l’aquarium par les résidus est alors quasi nul à la concentration de quelques µg/l/j.
• Acide humique sec de composition garantie, de concentration connue (≈40 %). Si besoin, broyer le granulat trop grossier pour faciliter la solution. Durant 24 à 48 h tremper 1 kg de granulat dans 1 litre d’eau osmosée ramenée à pH 8-9, par exemple avec ≈ 1 g de bicarbonate de sodium, à environ 30°C, sous agitation légère ou régulière. Filtrer ensuite cette infusion (filtre à café) pour extraire 70 à 90 % des 40 % d’acides initiaux et obtenir une solution contenant 32 à 40 % d’acide humique et/ou fulvique.
  Nota : il n’est pas conseillé de pousser les filtrations successives jusqu’à obtenir une eau très claire, ces dernières pouvant éliminer trop de composés moléculaires lourds, plus efficaces pour lier les métaux.

La chélation par les acides humiques offre de nombreux avantages. Les liaisons de l’acide humique étant plus fortes jusqu’à pH 8,5. L’acide fulvique quant à lui est plus soluble et stable jusqu’à pH 9. Il peut être judicieux de les combiner.

Les acides humiques pourraient être de bons compromis pour la préparation de solutions d’oligoéléments. Même en présence de métaux difficiles (Fe, Mn, Zn). Malgré tous leurs avantages ils ont l’inconvénient d’être de concentration toujours incertaine et constitués d’une chaîne de molécules différentes en nombre variable. Dès lors il est impossible de déterminer le dosage nécessaire pour exploiter tous leurs sites réactifs. Par ailleurs leur forte couleur, même à faible concentration, rend impossible l’observation du contenu, par exemple pour déceler une précipitation. Ces raisons me font préférer les gluconates.

7.2. Chélateurs à éviter

Certains chélateurs synthétiques fréquemment cités ne s’avèrent pas adaptés à un usage en aquariophilie récifale.

• Acide diéthylène triamine penta acétique (DTPA) : Il offre des liaisons fortes, stables jusqu’à pH < 8,5. En contrepartie, elles limitent la biodisponibilité de nombreux métaux avec possible accumulation et interaction avec métaux lourds. Plus hydrophile et écumable que l’acide humique. Le DTPA trouve un intérêt avec les métaux oxydables, pouvant précipiter, tels que Fe, Mn, Zn. Les chélates d’EDTA supportent mieux l’exposition aux UU d’un filtre. Cependant, utilisé en aquaculture on n’a pas le recul suffisant pour estimer les effets d’une accumulation liée à sa grande stabilité dans un aquarium hébergeant des invertébrés.
• Acide éthylènediaminetétraacétique disodique (EDTA 2Na) : Il est peu stable au-dessus de pH 8.
• L’éthylène diamine di-hydroxyphénylacétique (EDDHA) : Il réalise des liaisons trop fortes et trop stables pour être suffisament biodisponible.

7.3. Caractéristiques des chélateurs

Le tableau 3 propose un résumé des propriétés particulières à chaque type de chélateur.

7.4. Chélateurs possibles

Le tableau 4 énumère les produits compatibles avec divers composés d’oligoéléments parmi les plus utilisés.

7.4. Quantité de chélateur

La quantité de chélateur dépend des spécificités du métal, de ses interactions avec le chélateur et de l’objectif à atteindre. Dans le cadre d’une supplémentation en aquarium récifal, le complexe métal/chélateur doit être stable, mais pas trop pour rester facilement disponible. Un léger excès aurait pour inconvénient de retarder la biodisponibilité du métal. Bref il en faut mais pas trop.

La quantité de chélateur découle du rapport molaire (moles de chélateur par mole de métal) à adapter selon le composé métallique utilisé, le milieu (pH, présence d’autres ions concurrents, durée d’action), le chélateur (molécules, sites de liaisons) et le complexe métal-chélateur (constante de stabilité). Le tableau 5 propose une estimation théorique que l’expérimentation permettra d’afiner.

7.4.1. Ratios élément/chélateur

Respecter le ratio molaire élément métal/chélateur impose de calculer le nombre de moles de chacun pour le traduire en masse. Pas de panique, le Calculateur supplémentation monoélément s’en charge.

7.4.2. Exemple de ratios métal/gluconate/citrate

Le gluconate de sodium et son association avec le citrate de sodium s’avère un bon compromis pour certains métaux.

7.5. Conserver les chélateurs

Conserver les chélateurs à température ambiante voire plutôt fraîche, dans des contenants hermétiques à l’abri de la lumière. Les formes sèches pourront être conservées 2 à 5 ans, et les solutions de 6 mois à 2 ans. Agiter le produit en solution avant utilisation.

7.6. Chélater un composé métallique

L’opération est relativement simple et consiste :

1. Dans un premier temps dissoudre le chélateur dans de l’eau purifiée, osmosée. Il est alors prêt à complexer les ions métalliques dès leur introduction.
2. Dans un second temps introduire et dissoudre le composé tout en respectant quelques points, comme on le verra dans le protocole de réalisation.

8. Quels composés chélater

8.1. Nutriments : pas de chélation

Les nutriments N, P peuvent faire l’objet d’ajouts ciblés, notamment :

• Azote N : Les nitrates (nitrate de calcium ou de potassium) ainsi que l’ammonium NH4 (chlorure, sulfate ou nitrate d’ammonium) sont très stable, sans risque de réaction ne se chélatent pas.
• Phosphore : sous forme de phosphates (ex. hydrogénophosphate de potassium) qui peut floculer voire précipiter au taux supérieur à 0,05 mg/l, au contact de l’eau de mer concentrée en Ca²⁺ et Mg²⁺. Leur administration diluée et lente ne nécessite pas de chélation.

8.2. Macroéléments : pas de chélation

Les macroéléments Na, Cl, Mg, SO4, Ca, K, HCO3/CO3 sont utilisés sous des formes complexes (chlorures, sulfates, carbonates….). Stables à forte concentration, ilsne sont jamais chélatés. On utilise en général les combinaisons suivantes en respectant les équilibres ioniques :

• Solution 1 calcium (Ca) : chlorure de calcium CaCl2 (on ne mélange jamais calcium et carbonates).
• Solution 2 carbonates (KH) : bicarbonates et carbonates sous formes diverses telles que bicarbonate de sodium NaHCO3, carbonate de sodium Na2CO3.
• Solution 3 magnésium (Mg) + autres : chlorure de magnésium MgCl2, sulfate de magnésium MgSO4, chlorure de potassium KCl ou sulfate de potassium K2SO4 etc.
  Certaines méthodes (Balling light ou Tropic Marin) incluent aussi des microéléments chélatés dans la solution 3, mais elles ne sont pas dans l’esprit de cet article qui vise à maitriser totalement ses supplémentations.

Ces éléments sont pris en compte dans le cadre de la gestion de base de l’aquarium récifal. Non combinés à des oligoéléments leur usage ne sera pas développé ici.

8.3. Oligoélément : selon le cas

C’est selon le cas, comme nous allons le détailler.

9. Quels (oligo)éléments chélater

9.1. Risques et contexte

La nécessité de chélater dépend des risques dans le contexte particulier de la supplémentation en aquariophilie récifale.

Contexte spécifique à la supplémentation :

Les préconisations qui vont suivre dans cet article supposent de respecter certaines conditions :

• Chaque composé d’oligoélément est préparé dans un conditionnement individuel.
• Les solutions sont très peu concentrées, de l’ordre de quelques µg/l. Les estimations prennent en compte les cas de solutions moins concentrées de l’ordre de quelques mg/l (ex. Fluor).
• Les composés chélatés sont conservés à pH adapté.
• Chaque solution est conservée dans de bonnes conditions qui seront développées (péremption, température…).
• Les solutions d’oligoéléments sont introduites par microdosages, dans un flux important de courant, rapidement dispersées dans l’aquarium.
• La quantité diluée destinée à la supplémentation est réduite pour une période de 2 à 3 mois.

Risques liés à la non chélation

• Stabilité de la solution monocomposant au stockage : risques d’oxydation, de précipitation lors de la conservation dans l’eau osmosée.
• Stabilité de la solution au diluée avant supplémentation.
• Interactions entre oligoéléments.
• Réactions potentielles au pH de l’eau de mer avec ses macroéléments.

Nécessité de chélater certains éléments

Parmi les composés d'(oligo)éléments B, Ba, Br, Co, Cr, Cu, F, Fe, I, Li, Mn, Mo, Ni, Se, Sr, V, Zn, Si… tous ne nécessitent pas de chélation. Selon le niveau du risque la chélation peut être :

1. Inutile : aucune interaction, conservation sûre. Certaines molécules ou ions sont très stables seuls, en solution à très faible concentration, ou au contact de l’eau de mer avec ou sans microdosages
2. Envisageable : interactions faibles, potentielles à faible concentration, selon la situation.
3. Conseillée : risque modéré, instable dans le temps. En l’absence de suffisamment de retours pratiques, difficiles à évaluer, il est impossible de déterminer avec certitude la nécessité de chélater certains composés. C’est notamment le cas des solutions multicoposants (cocktails). Dans l’association il suffit parfois de chélater les composés concernés, à l’origine de réactions.
4. Impérative : risque élevé de précipitation ou de réactions, notamment pour les ions qui précipitent ou s’oxydent facilement même conservés en solution monocomposant dans l’eau osmosée et a fortiori au contact de l’eau de mer.

9.2. Cas des solutions monoélément

Chaque fois que possible la supplémentation de solution monoélément est à privilégier.

• Risques réduits : moins d’interactions entre éléments.
• Éléments peu consommés : les analyses ICP pourront révéler une faible variation de certains éléments tels que B, Ba, Br, Co, Cr, Cu, Mo, Ni, V… sur plusieurs mois. On peut donc se contenter de complémenter manuellement les oligoéléments concernés lors de la remise à niveau après les tests ICP, à condition que leur périodicité soit raisonnable, de 2 à 4 mois.
• Fortement recommandée avec les métaux oxydants non chélatés Co, Cr, Fe, Mn, Ni, Zn…

9.2.1. Besoin de chélation en monoélément

Le besoin de chélater une solution monocomposant dépend uniquement :

• De la stabilité de la solution lors de sa conservation.
• Des réactions potentielles au contact de l’eau de mer. En effet, la faible concentration de la solution n’exclue pas statistiquement des interférences avec des ions (sulfates, carbonates…) fortement présents dans l’eau de l’aquarium marin. La chélation s’impose alors.

9.3. Cas des solutions multiéléments (cocktails)

L’aquarium consomme de nombreux éléments qu’il faut supplémenter régulièrement, généralement par microdosage. Afin de réduire le nombre de pompes péristaltiques on souhaitera parfois diluer ensemble plusieurs solutions d’éléments différents. On pourra aussi limiter la supplémentation aux seuls oligoéléments les plus consommés. La maintenance ainsi simplifiée réduira les risques d’interférences entre composés.

9.3.1. Incompatibilités des associations sans chélation

Les différentes formes chimiques des oligoéléments ne sont malheureusement pas toutes compatibles pour être mixées en l’état. Certaines espèces chimiques présentent des risques dès lors qu’elles sont associées, pour diverses raisons : solubilité restreinte, précipitation, oxydation, compatibilité réduite au pH ≈7 de leur dilution. Par exemple le fluorure de sodium (NaF) interagit avec le chlorure de baryum (BaCl₂) en fluorure de baryum (BaF₂) ou bien avec le chlorure de strontium (SrCl₂) pour former du fluorure de strontium (SrF₂), deux sels très peu solubles dans l’eau conduisant à des précipitations même dans l’eau osmosée.

Le tableau 7 identifie le niveau de compatibilité des composés dans les conditions citées auparavant. Toute combinaison à risque doit être administrée individuellement. Le risque particulier du fluor plus concentré (quelques g/l) est pris en compte face à d’autres oligoéléments moins concentrés.

9.3.2. Compatibilités des associations avec chélation

De nombreuses combinaisons sont cependant rendues possibles par la chélation (tableau 8) qui devient indispensable. Il suffit parfois de ne chélater correctement que l’élément perturbateur pour obtenir une combinaison suffisamment stable. Par exemple, dans l’exemple précédent : le chlorure de baryum et le chlorure de strontium.

Le tableau 8 dresse l’inventaire des compatibilités avec chélation adaptée des métaux les plus instables : Cu, Fe, Mn, Zn, Ni, Co, Cr.

9.3.3 Combinaisons multi-éléments

Si certains composés chimiques sont compatibles et stables,  le tableau 7 déconseille les combinaisons d’autres (cases rouges). La prudence recommanderait donc de diluer individuellement ces métaux. Cependant les risques sont considérablement réduits dans notre cas pour les raisons suivantes :

• Chélation : Elle réduit notablement tous les risques. Le tableau 8 à dominante verte permet d’envisager de nombreuses associations.
• Solutions diluées : Les concentrations extrêmement faibles des métaux limitent la probabilité d’interactions entre les différents éléments métalliques. De plus la capacité de chélation dépasse le besoin des sites réactifs du métal.
• Eau osmosée : La solution se réalise dans de l’eau osmosée exempte d’ions compétiteurs.
• Précipitation et compétition réduites : les faibles concentrations, bien en deçà des seuils de saturation, le risque de précipitation des métaux (sous forme d’oxydes ou de hydroxydes) est minime. De plus il n’existe pas de réelle compétition pour les sites de chélation. En effet, bien que certains métaux aient une plus forte affinité pour les sites de chélation (Fe, Cu), à des concentrations très faibles les sites de chélation restent largement disponibles, et la compétition devient négligeable.

Ainsi, il devient tout à fait possible d’assembler des solutions chélatées de métaux (Fe, Cu, Zn…) sans risque majeur dans les conditions préalablement évoquées (concentration des chélateurs, mélangeage, pH, conditionnement, stockage et péremption) pour éviter toute altération (oxydation, complexation…).

Pourquoi donc ne pas diluer toutes les solutions d’oligoéléments dans un même contenant, tant les couples du tableau 8 semblent possibles ? Cependant, associer dix composés multiplie les risques dont l’estimation est théorique, dans des conditions particulières. L’aquariophile n’est pas à l’abri d’un écart qui pourrait l’écarter de la situation idéale. De plus la chélation dans le cadre du récifal est un juste équilibre entre stabilité chimique et biodisponibilité qu’il est difficile d’appréhender avec certitude. La supplémentation étant une opération cruciale pour la maintenance de l’aquarium et la santé des animaux, on se limite à quelques combinaisons en cocktails.

Le tableau 9 propose trois cocktails :

• Cocktail 1 : éléments légers non métalliques.
• Cocktail 2 : métaux chélatés.
• Cocktail 3 : ions métalliques lourds, sensibles en présence de carbonates, sulfates ou hydroxydes.

Nota : les éléments B, Co, Cr, Mo, Ni, V peuvent faire l’objet d’une complémentation ponctuelle s’ils sont peu consommés entre deux analyses ICP.

10. Conditions pour réaliser une solution

10.1 Dosages : pesées et solutions mères

Les concentrations des solutions sont très faibles, quelques grammes par litre d’eau osmosée, voire moins de l’ordre de 0,1 gramme par litre pour certains. Le dosage doit être d’autant plus précis. La précision peut s’obtenir de plusieurs manières :

• Balance de précision : La règle veut que la balance soit 10 fois plus précise que la pesée. Par exemple peser 1,54 g (au centième de gramme) avec une précision de 0,001 g (au millième de gramme). Dans ce dernier cas la pesée nécessite quelques précautions : pas de courant d’air, support stable sans vibrations.
• Solutions mères : En l’absence de balance suffisamment précise, on peut avoir recours à une solution mère plus concentrée. Par exemple, pour obtenir 0,1 g de composé, peser 10 fois plus, soit 1 g (balance à 0,1 g) et diluer dans 1 litre d’eau. 100 ml de cette solution mère à 1 g/l contiennent 0,1 g de composé dissous. Ces 100 ml mélangés ensuite à 900 ml d’eau osmosée constituent 1 litre à la concentration 0,1 g/l (100 µg/l).

10.2. Ajustement du pH de la solution

C’est un aspect très important. En effet, chaque chélateur trouve son efficacité dans une plage de pH défini par le tableau 3, sans quoi les métaux peuvent précipiter, se combiner avec des effets inefficaces ou inattendus. Le pH doit être ajusté à son optimum, que la solution soit mono composant pour sa bonne conservation, et plus encore si elle est multi composants. En effet, même chélatés certains complexes métalliques peuvent se déstabiliser et subir une lente précipitation à pH > 8. Ne pas ajuster le pH conduit à réduire les avantages de la chélation à néant.

L’ajustement se réalise en ajoutant une solution acide ou basique, doucement, au goutte à goutte, en remuant doucement, et en mesurant constamment l’évolution du pH. Quelques gouttes suffisent parfois pour passer du mini au maxi de la plage optimale. La nécessité d’ajuster plus ou moins dépend de l’association chélateur-chélaté. Le pH-mètre est recommandé  :

• Abaisser le pH : au moyen d’un acide faible (acide citrique,) ou d’un acide concentré (acide chlorhydrique) permettant de limiter le nombre de gouttes. Par exemple, une solution d’acide chlorhydrique 23% (HCl) dilué à 50 % dans l’eau osmosée.
• Augmenter le pH : Au moyen d’hydroxyde de sodium dit soude caustique (NaOH) ; d’acétate de sodium plus doux et stable ou de carbonate de sodium (Na₂CO₃). Par exemple 2 g de carbonate de sodium dans 100 ml d’eau osmosée produit une solution ≈pH 10.

10.3. Dissolution, homogénéisation

Les faibles concentrations imposent que les solutions soient particulièrement bien homogénéisées, manuellement avec un bâtonnet en verre ou une spatule métallique propre, ou de préférence au moyen d’un agitateur (ex. agitateur magnétique à barreau). La dissolution est plus aisée à température ambiante, voire légèrement plus élevée 40°C maximum. Remuer de 5 à 10 mn pour 1 litre, régulièrement, en mouvements circulaires et à vitesse modérée pour limiter l’introduction d’air.

La solution doit être claire (ambrée en présence d’acide humique), homogène, sans particule visible au fond du récipient. Le visuel n’est toutefois pas suffisamment significatif pour de très faibles concentrations, aussi faut-il soigner l’agitation jusqu’à son terme.

10.4. Matériel nécessaire

Pour la solution :

• Le composé en poudre.
• Eau osmosée et déionisée (conductivité < 10 µS/cm, TDS < 5 mg/l).
• Balance de précision à 0,01 g voire 0,001 g.
• Pipettes volumétriques précises (1 ml, 10 ml)
• Béchers de 500 ml ou 1 l, propres, résistants et inertes (PEHD, PP, verre).
• Agitateur magnétique (recommandé).
• Gants et matériel stérile pour éviter la contamination.

De plus, pour la chélation :

• Le chélateur (ex. gluconate, citrate de sodium).
• pH-mètre étalonné.
• Solutions d’une base et d’un acide faible.

11. Réaliser une solution DIY d'(oligo)élément

11.1. Protocole pour une solution de 1 litre

1. Définir la concentration du composé métallique : Le Calculateur supplémentation monoélément (figure 7) permet de déterminer le poids du composé en fonction de la concentration souhaitée de l’élément métal. Le Calculateur Supplémentation propose un tableur à télécharger, intégrant plusieurs composés chimiques.
2. Définir le poids de chélateur (si besoin) : Avec le Calculateur supplémentation monoélément selon le besoin spécifique de l’élément chimique (tableau 3) et le ratio maxi élément/chélateur (tableau 2).
3. Préparer la solution mono-composant chélatée :
   1. Préparer environ 300 ml d’eau osmosée tempérée à 25 – 40 °C.
   2. Introduire progressivement le poids de chélateur (si préconisé)
   3. Remuer doucement ≈5 mn, jusqu’à dissolution et homogénéisation complètes.
   4. Compléter ensuite avec le poids du composé chimique (sous forme de poudre ou de solution mère) dans ces 300 ml..
   5. Continuer à agiter ≈5 mn, doucement jusqu’à dissolution et homogénéisation complètes.
4. Compléter le volume : Ajoutez de l’eau osmosée jusqu’à atteindre le volume final de 1 litre.
5. Vérifier la solubilité : La solution reste homogène et stable.
6. Vérifier et ajuster le pH de la solution selon le tableau 3 (gluconate pH 7-8).
7. Remuer la solution durant ≈5 mn pour assurer une homogénéité complète.

11.2. Cas particulier de composés peu solubles

11.2.1. Solution de Vanadium

Les formes solubles commerciales de vanadium telles que l’orthovanadate de sodium sont peu accessibles à l’amateur. Le pentoxyde de vanadium (V₂O₅) parfois proposé est malheureusement quasi insoluble dans l’eau osmosée. Il peut toutefois être dissout à très faible concentration, en milieu acide (HCl) et oxydant (H₂O₂).
Autant l’orthovanadate de sodium est stable en l’état, autant cette préparation nécessite d’être chélatée (ex. gluconate de Na) pour une meilleure stablilité, compatibilité et biodisponibilité.
Attention ! Une telle manipulation nécessite beaucoup de rigueur et des précautions liées à la toxicité du pentoxyde de vanadium potentiellement cancérogène puis à l’utilisation d’acide et de soude.

Ingrédients nécessaires :

• Eau osmosée
• Acide chlorhydrique concentré (HCl à 23 %).
• Peroxyde d’hydrogène (H₂O₂ 40V à 12 %).
• Pentoxyde de vanadium (V₂O₅) pur, en poudre fine.
• Gluconate de sodium pur.
• Soude caustique (NaOH) diluée pour ajuster le pH

Protocole de préparation :

Préparation de 500 ml de solution à 0,02% de vanadium (0,2 g/l). Le protocole doit être scrupuleusement suivi, les phases acides, la régularité d’incorporation et les durées d’agitation étant primordiales pour obtenir une solution exempte de résidus.

1. Préparer 50 à 100 ml d’eau osmosée dans un bécher (PEHD, PP, verre) de 500 ml.
2. Agiter le bain avec agitateur magnétique.
3. Ajouter 0,6 ml HCl à 23%, agiter 1 mn.
4. Ajouter au goutte à goutte 2 ml de peroxyde d’hydrogène (H₂O₂ à 12%), homogénéiser 1 mn.
5. Incorporer progressivement 0,180 g de pentoxyde de vanadium (V₂O₅) en poudre fine. La couleur est orange-foncé.
6. Continuer l’agitation > 1 h à 2 h jusqu’à dissolution complète. La solution est limpide, homogène.
7. Disperser lentement 0,450 g de gluconate de sodium (moles V/Glu. 1:2), homogénéiser 5 mn.
8. Compléter à 500 ml avec de l’eau osmosée et homogénéiser 5 mn. La solution prend une teinte jaune pâle (photo), signe de stabilité sous forme de complexes solubles.
9. Ajuster à pH 6,5 – 7 avec quelques gouttes de soude caustique (NaOH) dissoute.
10. Laisser reposer 1 heure, l’éventuel dépôt doit être faible, prélever la solution limpide.
11. Stocker et conserver avec les précautions évoquées ci-après.
12. Utiliser : 1 ml de solution dans 100 l augmente l’élément vanadium V de 2 µg/l.

11.3. Stockage et conservation des solutions

• Conditionner la solution dans un flacon opaque (PEHD, P, verre) et hermétique sans échange d’oxygène.
• Stocker dans un endroit frais à température stable (15-25 °C), à l’abri de la lumière directe.
• Vérifier le pH : en cas de doute (dépôts, couleur).
• Péremption : la solution peut se dégrader avec le temps même en présence de solutions très diluées. On peut tester la stabilité des solutions en observant la présence de précipités ou le pH.
  • Solution mono composant : Préparer uniquement la quantité nécessaire pour 3 à 6 mois.
  • Solution multi élément : environ 2 mois.

12. Réaliser un cocktail multiéléments

Le Calculateur supplémentation monoélément permet de déterminer pour chaque élément les doses à distribuer quotidiennement en une ou plusieurs doses pour atteindre un objectif de supplémentation journalière en µg/l/j. La forme tableur du Calculateur Supplémentation permet les mêmes calculs. Il a l’avantage de visualiser ensemble les seuls éléments concernés par la dilution multiéléments.

Lors de l’assemblage, introduire en premier les métaux chélatés, le cas échéant.

13. Maintenance relative aux oligoéléments

La gestion des oligoéléments ne se limite pas à leur ajout. Elle intègre certaines considérations :

• A quel moment supplémenter : La seconde partie de la nuit est propice. En effet, à pH bas (< 8,2) certains métaux (Fe, Mn, Zn, Cu) restent plus solubles et assimilables. D’autre part cela réduit les interactions indésirables avec les macroéléments (KH, Ca, Mg) souvent réalisés en journée pour limiter la précipitation.
• Où supplémenter : en aval de l’écumeur et des traitements, dans une zone brassée au niveau de la pompe de remontée.
• Éviter l’accumulation et le déséquilibre : Certains métaux peuvent se carencer ou s’accumuler et devenir toxiques. Des précipités insolubles peuvent se dissoudre plus tard de façon incontrôlée. Mesurer à l’ICP les niveaux d’oligoélément, notamment I, Fe, Mn, Zn, Mo, V. Ne pas doser à l’aveugle. Adapter les ajouts selon les apports, par exemple via la nourriture, le phytoplancton.
• Observer les coraux : La perte de couleur peut résulter d’une carence, ou certaines pigmentations d’un excès.
• Comment supplémenter : Doser en petites doses répétées si possible avec une pompe doseuse, plutôt qu’un grand ajout, pour une meilleure stabilité, une absorption progressive. Le Calculateur supplémentation monoélément définit le dosage maxi journalier.
• Traiter à bon escient et sans excès :
  • Résines anti-phosphates : Elles peuvent fixer à leur surface les ions Fe³⁺ et d’autres métaux. Complémenter après l’utilisation de résines.
  • Charbon actif : Le charbon actif possède une grande capacité d’adsorption. Bien que son affinité pour les métaux libres soit faible, il peut capter certains complexes métalliques (Fe, Cu, Zn…), l’iode, et impacter leur concentration le temps de son activité.
  • Produits Oxydants Les oxydants couramment utilisés en récifal (ozone, peroxyde d’hydrogène, UV) peuvent dégrader certains chélateurs organiques, modifier l’état d’oxydation de certains métaux (Fe, Mn), précipiter sous forme d’hydroxydes ou d’oxydes insolubles et libérer les métaux sous forme libre à un niveau plus toxique. Limiter l’exposition aux oxydants.

14. Pour résumer

Réussir sa supplémentation d’(oligo)éléments repose sur quelques recommandations  :

• Si vous utilisez des produits commerciaux, choisissez des solutions bien dosées, idéalement chélatées
• Si vous réalisez vos propres solutions, privilégiez des produits de haute pureté et utilisez des chélateurs adaptés (gluconate, citrate, acide humique).
• Éviter les erreurs courantes : surdosage, absence de chélation pour certains métaux, utilisation de produits inadaptés
• Surveiller les paramètres avec des analyses régulières (ICP) pour ajuster les dosages.

La réalisation de solutions d’oligoéléments est plus complexe qu’il parait de prime abord. Si cet article n’a pas convaincu de se lancer dans cette opération, à juste titre, peut être permettra-t-il de mieux comprendre les enjeux et les limites de la supplémentation.

En savoir plus

• Réactions et équilibres de complexation en milieu aqueux
• Complexes de coordination

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1. Intérêt du carbone organique

1.1. Objectif

Chaque aquariophile tente de maintenir un environnement stable et propice au développement des coraux et autres organismes. Dans certaines circonstances le niveau élevé des nutriments nitrates NO₃ et phosphates PO₄ déstabilise l’écosystème de l’aquarium. Les algues et cyanobactéries prolifèrent, la croissance des coraux se ralentit, quand les effets ne sont pas plus critiques. L’objectif est donc de réguler le niveau des nitrates NO₃ et phosphates PO₄ selon les espèces hébergées et les objectifs de maintenance.

1.2. Principe d’action

Le principe consiste à introduire une source de carbone organique dissous (COD) dans l’eau de l’aquarium pour stimuler la croissance des bactéries. Ces dernières, vivantes ou mortes, chargées de nutriments accumulés dans leurs cellules, sont ensuite exportées hors du système via l’écumeur ou consommées par d’autres organismes.

1.3. Pourquoi évoquer le carbone ?

Comme tout organisme vivant, les bactéries nécessitent des nutriments assimilés sous forme d’aliments particulaires ou dissous dans l’eau, indispensables pour leur métabolisme, notamment :

1. Carbone (C) : Il constitue la base des molécules (protéines, lipides, ADN…) et joue un rôle comme source d’énergie. Mais son utilisation diffère selon le type de bactérie (hétérotrophe, autotrophe…) et de type de carbone (organique, inorganique).
2. Azote (N) : Essentiel à la synthèse des acides aminés, protéines et des acides nucléiques (ARN/ADN).
3. Phosphore (P) : Indispensable pour les membranes cellulaires (phospholipides) et la production d’énergie (ATP).

1.4. Pourquoi le dosage vise uniquement le carbone ?

Les organismes se sont adaptés à leur environnement marin. Leur métabolisme n’est possible que lorsque ces éléments sont présents, et dans certaines proportions C:N:P. Ce ratio reflète la composition moyenne des biomasses cellulaires et plus ou moins leur assimilation dans un contexte équilibré. C’est à dire que si l’un est en carence, il devient le facteur limitant son métabolisme et son développement. Cet aspect est développé dans l’article C:N:P Redfield est-il aquariophile ?
Pour mémoire, le ratio de Redfield C:N:P établi pour le phytoplancton océanique est 106:16:1 soit un ratio C:N de 66:10. Le ratio évolue selon les espèces. Celui des bactéries hétérotrophes varie dans une plage de 50:10 à 100:10. J’utiliserai un ratio C:N de 75:10 pour les calculs de dosage ultérieurs de sources de carbone.

Contrairement à l’océan, dans un aquarium récifal le carbone dissous est en général plus rapidement déficitaire que l’azote et le phosphore. Son taux devient insuffisant pour assurer la prolifération de la population bactérienne. Il est alors nécessaire d’administrer un dosage quotidien de carbone qui stimulera l’activité bactérienne. Ce faisant, il faudra éviter tout surdosage qui présenterait des risques pour tous les organismes de l’aquarium. Il doit être précis et fiable.

Par ailleurs, les bactéries ont un cycle de vie court, de l’ordre de quelques heures à 24 heures. Si leur population peut rapidement augmenter, à l’inverse elle peut péricliter tout aussi vite entre deux apports. Aussi il est indispensable d’en dispenser régulièrement au cours de la journée.

1.4. Carbone organique et bactéries hétérotrophes

Les deux vont de pair. En effet, les bactéries strictement hétérotrophes que nous souhaitons développer nécessitent des composés organiques. Voyons pourquoi.

1.4.1. Carbone organique et inorganique

Le carbone est dit inorganique quand il n’est pas lié à des atomes d’hydrogène (H). Les composés qui le contiennent sont généralement simples et stables tels que le dioxyde de carbone (CO₂), les bicarbonates (HCO₃^–), les carbonates (CO₃^2-) ou d’autres formes minérales comme le calcaire (CaCO₃).
Dans un organisme vivant une faible quantité de carbone est inorganique. Ce dernier est pauvre en énergie, et nécessite des étapes supplémentaires pour être réduit et intégré dans des molécules organiques.
Dans le cycle de l’azote il intervient principalement pour les bactéries autotrophes comme les bactéries nitrifiantes, qui transforment ammoniaque en nitrite puis en nitrate, ce qui n’est pas notre objectif. Le carbone inorganique ne contribue pas à réduire les nitrates. Certes, il contribue à l’activité des algues et la réduction des nutriments, mais il s’agit d’un autre débat.

Le carbone organique est lié à des atomes d’hydrogène (H), souvent associés à d’autres éléments comme l’oxygène (O), l’azote (N), le soufre (S), ou le phosphore (P), comme les alcools (éthanol, vodka), les glucides (glucose, saccharose…), les acides aminés (glycine…), les acides organiques (acide acétique : vinaigre, formique, citrique…) etc.
Dans un organisme vivant, la majorité du carbone est organique, car il est intégré dans des molécules biologiques telles que les glucides (ex. glucose, glycogène), les lipides (graisses, huiles), les protéines (constituées d’acides aminés) et les acides nucléiques (ADN, ARN).
Les bactéries assimilent plus facilement le carbone organique parce qu’il est directement utilisable comme source d’énergie et de matériau pour leur croissance et leur métabolisme.

Ainsi, pour réduire les nutriments dans l’aquarium, le carbone organique présent et ajouté, agit dans deux processus principaux qui nous intéressent :

1. Biodégradation : Des bactéries (aérobies et anaérobies) prolifèrent et assimilent des nutriments tels que le phosphore (sous forme de phosphate PO₄) et l’azote (sous forme de nitrate NO₃ et d’ammoniac NH₄).
2. Dénitrification : Les bactéries dénitrifiantes (anaérobies facultatives) convertissent les nitrates (NO₃) en azote gazeux (N₂). Elles n’ont cependant pas d’effet sur les PO₄.

1.4.2 Bactéries hétérotrophes

Les bactéries sont hétérotrophes, autotrophes et parfois les deux.

• Bactéries hétérotrophes : un organisme est dit hétérotrophe quand il tire sa matière organique et son énergie de sources externes, d’autres êtres vivants ou de leurs restes. Leurs enzymes spécifiques permettent de casser les liaisons chimiques des molécules (protéines, glucides, lipides…). Les bactéries hétérotrophes sont donc en mesure de biodégrader les substances organiques efficacement, rapidement, et d’assimiler les nutriments. De même pour la dénitrification en milieu anaérobie. Ce sont celles que l’on souhaite développer plus particulièrement ici.
• Bactéries autotrophes : un organisme est dit autotrophe quand il produit sa matière organique. Ces bactéries consomment directement le carbone sous forme inorganique tel que le CO₂. Cependant, bien qu’essentielles pour transformer ammoniac et nitrites en nitrates (nitrification), ce n’est pas ce que nous souhaitons ici. D’autre part, même si certaines espèces peuvent contribuer à la biodégradation et à la dénitrification, elles sont inadaptées et peu efficaces, leur métabolisme plus lent étant très dépendant du carbone inorganique.

1.5. Pourquoi utiliser du carbone dissous ?

Le carbone organique dans un aquarium peut se présenter sous plusieurs formes :

• Formes particulaires (MOP) : Le carbone est intégré aux matières organiques solides, telles que les restes de nourriture ou excréments, qui nécessitent une dégradation préalable par des enzymes ou d’autres micro-organismes.
• Formes dissoutes (MOD) : Le carbone est un composant de molécules organiques solubles (éthanol, glucose…). Les bactéries exploitent plus facilement le carbone organique dissous. Il est directement assimilable.
  Une chance pour nous : la présentation liquide permet un dosage aisé, précis et automatisable. Les sources de carbones ajoutées sont donc sous forme dissoutes (COD).

2. Taux de carbone en aquarium

2.1. Taux de COD optimal en récifal

Au sein des récifs coralliens les taux de COD sont extrêmement faibles de 0,5 à 1 mg/l (5) dans les eaux océaniques et de 5 à >25 mg/l dans les zones polluées par l’activité humaine.

Dans un aquarium récifal, le niveau du COD peut augmenter en présence d’une charge organique élevée (nourriture, déjections…) favorisant la prolifération de biofilms, d’algues ou de cyanobactéries pouvant conduire à une hypoxie… bref, tous les risques que l’on évoquera plus loin. La méthode de maintenance et les équipements de filtration mécanique (filtres divers, changements d’eau), physique (écumeur) et biologique (PV, substrats poreux) sont choisis pour viser un taux de 1 à 3 mg/l suffisant pour maintenir un équilibre biologique sans compromettre la qualité de l’eau. En dessous, la réduction des nitrates et phosphates pourrait être insuffisante.

2.2. Mesurer, évaluer le COD

La mesure directe du COD nécessite un équipement spécifique (titration oxydative, analyseurs automatiques), inaccessible aux aquariophiles amateurs. Le test Triton Labs N-DOC mesure la concentration de carbone organique dissous dans l’eau et permet d’évaluer l’équilibre bactérien dans l’aquarium.

Les classiques test NO₃ et PO₄ préviennent indirectement d’une accumulation de nutriments, c’est à dire des effets potentiels liés à une carence en carbone. Plus globalement ils alertent sur un déséquilibre lié à l’exploitation du COD dans l’aquarium.

2.3. Déceler une déficience du COD

La déficience en carbone organique est en général liée à une dérive du ratio des nutriments C:N:P. L’accumulation de nutriments non consommés induit des déséquilibres biologiques dans l’aquarium, révélés par un excès de nitrates et phosphates. Les tests et l’observation visuelle s’avèrent de bons moyens de déceler une dérive. Nous disposons de quelques bioindicateurs :

• NO3 et/ou PO4 élevé : Une accumulation de l’un ou l’autre des nutriments ou des deux, peut être un indice qu’il manque du carbone pour permettre le métabolisme des bactéries. Le carbone est alors le facteur limitant qui empêche les processus biologiques de se réaliser correctement.
• Algues indésirables : L’excès de nitrates et phosphates non consommés par les bactéries nourrit les algues, qui prolifèrent rapidement.
• Réduction de la diversité bactérienne : Une carence en carbone limite la croissance bactérienne et réduit leur diversité. Cela peut entraîner une domination d’espèces opportunistes ou pathogènes. Ce phénomène non visible à l’œil nu, peut avoir des conséquences indirectes comme une filtration biologique moins efficace ou une santé amoindrie des coraux qui ne bénéficient plus des bactéries bénéfiques disparues.
• Comportement des coraux et invertébrés : L’excès de nutriments généré par une carence en carbone peut ralentir la croissance et la calcification des coraux, et dérégler l’équilibre métabolique traduit par un stress ou blanchiment partiel.
• Biofilms indésirables et cyanobactéries : Ces dernières se développent dans des environnements riches en nutriments, même avec une faible quantité d’oxygène disponible. Leur présence est souvent exacerbée par un déséquilibre C:N:P.
• Eau trouble ou jaunâtre : La dégradation insuffisante des matières organiques entraîne l’accumulation de composés organiques dissous (DOC) qui peuvent colorer l’eau.
• Accumulation de sédiments : Des déchets organiques non décomposés (particules alimentaires, excréments) s’accumulent plus visiblement dans les zones peu brassées.

3. Quand doser du carbone organique

Dans son objectif de maintenir un aquarium stable avec une maintenance la plus fiable et facile, le récifaliste devrait tout mettre en œuvre pour que l’équilibre biologique soit atteint le plus simplement possible, sans besoin de supplémenter en COD. Pour autant certaines situations l’imposent, dans une période limitée ou régulièrement.

3.1. Dosage selon les situations

L’ajout de carbone peut être nécessaire dans certaines situations :

• Charge organique excessive : La production de déchets organiques est importante, par exemple dans les aquariums hébergeant de nombreux poissons pollueurs, ceux nécessitant une forte alimentation (filtreurs), pour réduire la production d’algues ou d’autres nuisances… L’activité bactérienne consomme phosphore et azote pour maintenir des taux de NO₃ et PO₄ satisfaisants dans l’aquariu
• Système à faible taux de nutriments : Un système de gestion dit ultra low nutrient system (ULNS) tente de reproduire au mieux l’environnement récifal à très faible teneur en NO₃ (~1 mg/l) et PO₄ (~0,01 mg/l) dominé par les SPS, et également de réguler le ratio entre nitrates et phosphates notamment lors d’événements ponctuels (suralimentation, poisson mort). Un réacteur à bactéries (RAB) souvent associé à ce type de maintenance contribue a sa maitrise.
• Aquariums immatures : le renforcement maitrisé de l’activité bactérienne peut contribuer à activer ou stabiliser les cycles d’azote et de phosphore dans les aquariums nouvellement installés. C’est parfois le cas en débutant avec des pierres synthétiques ou recyclées.
• Formation de bactérioplancton : En milieu naturel c’est une source importante de l’alimentation d’organismes non photosynthétiques (NPS) tels que les coraux azooxanthellés (Tubastrea, certaines gorgones), les planctonivores microphages (bivalves, vers à panache, holothuries…). Les bactéries ainsi développées, mortes ou excrétées, sont une source de nourriture pour les coraux.
• Grands aquariums : La gestion maitrisée des excès de nutriments (nitrates et phosphates) permet de limiter les changements d’eau couteux et fastidieux (aquariums publics, systèmes isolés).
• Filtration complémentaire : Le RAB peut compléter l’action d’un refuge algal, d’un écumeur ou de résines anti-phosphates. Il constitue une approche supplémentaire, voire une alternative quand ces techniques ne peuvent être mises en place (encombrement d’un refuge, écumeur sous dimensionné…).

3.3. Risques associés à l’ajout de carbone organique

Source : Marine Ecology Progress Series

L’augmentation de COD accélère notablement le développement des bactéries du mucus corallien (2) source de maladies (nécroses…) et de la mort des coraux, sans relation avec celle de nitrates et phosphates.
Une surdose de carbone organique dans un aquarium récifal s’ensuit d’une prolifération bactérienne pouvant conduire à des situations encore plus rapidement critiques :

• Déficience en oxygène : La croissance bactérienne massive épuise rapidement l’oxygène dissous dans l’eau, causant une hypoxie pouvant conduire à la mort des poissons et par réactions, celle de tous les organismes de l’aquarium.
• Biofilm nuisible : Une prolifération de biofilms sur les surfaces, les coraux et autres organismes réduit leurs échanges gazeux vitaux.
• Stress et mort des coraux : Une accumulation de biofilm bactérien ou un déséquilibre de la flore bactérienne dans le mucus des coraux peut induire des stress favorisant l’apparition de maladies se manifestant par des nécroses tissulaires lentes (STN) ou rapide (RTN).
  Il peut également se produire une accumulation de poisons (sulfure d’hydrogène ou métabolites secondaires) et/ou une prédation microbienne sur les polypes coralliens affaiblis.
• Bloom bactérien : Une explosion bactérienne rend l’eau trouble, ce qui peut réduire la lumière disponible pour les coraux symbiotiques (zooxanthelles) et nuire à la photosynthèse et plus grave la désoxygénation du milieu.

• Accumulation d’ammoniac : La décomposition excessive des matières organiques peut engendrer un niveau d’ammoniac rapidement toxique pour les poissons et les coraux.
• Inhibition de la dénitrification : La déficience en oxygène liée à l’activité bactérienne perturbe le processus naturel de dénitrification pouvant entraîner une accumulation de nitrates.

• Fluctuations du pH : Une surconsommation d’oxygène dans les zones où les bactéries prolifèrent massivement peut réduire le pH.
• Excès de sous-produits métaboliques : les bactéries peuvent libérer des composés organiques secondaires excessifs qui peuvent être toxiques ou perturber le système.

3.4 Stratégies pour minimiser les risques

• Dosage précis : Ajouter les sources de carbone de manière progressive et adaptée aux besoins du système pour éviter une prolifération incontrôlée de bactéries.
• Stabilité des paramètres : Maintenir un environnement stable (température, rédox, salinité) pour limiter le stress des coraux, qui les rend plus vulnérables aux pathogènes.
• Filtration efficace : Utiliser un écumeur performant et potentiellement un stérilisateur UV pour réduire la charge bactérienne globale, y compris les pathogènes.
• Bactéries compétitrices : Introduire des bactéries bénéfiques (probiotiques comme Bacillus spp. ou Pseudomonas spp.) pour limiter les niches disponibles pour les pathogènes.

4. Sources de carbone organique

Des sources de carbone sont naturellement présentes dans l’aquarium ou ajoutées intentionnellement pour augmenter la population bactérienne.

4.1. Sources de carbone issues de la maintenance

• Matières organiques dissoutes (DOM) : les déchets organiques produits par les poissons, les invertébrés et les coraux (excréments, déchets alimentaires, mucus), se décomposent en carbone organique dissous dans l’eau.
• Aliments : les aliments pour poissons ou coraux apportent du carbone organique (acides aminés, hydrates de carbone…).
• Particules organiques : les aliments micronisés enrichissent le système en carbone.
• Photosynthèse des algues : les algues (Chaetomorpha, Caulerpa) produisent des composés organiques (glucides…) constitués de carbone.
• Bactéries commerciales : certaines formules commerciales incluent des sources de carbone, optimisant leur efficacité

4.2. Sources de carbone ajoutées

L’aquariophile peut introduire plusieurs composés carbonés, les bactéries étant plus ou moins réceptives à certaines molécules, parmi lesquels :

• Alcools :
  • L’éthanol pur : s’avère très concentré pour un dosage fiable. Un excès peut entraîner des « pics bactériens » soudains, augmentant le risque de développement de bactéries opportunistes. On peut toutefois le diluer à sa guise dans de l’eau osmosée.
  • La vodka (40 % vol. éthanol) est facilement disponible et préférable à d’autres alcools parfois dénaturés. Sélectionner une vodka la plus pure possible, sans arômes, colorants, ou sucres ajoutés, étiquetée "vodka pure" ou "distilled vodka".
    Une marque standard et économique peut faire l’affaire, peu importe sa base (blé, pomme de terre, maïs, betterave, etc.). Celles issues de blé ou de maïs sont les plus courantes.
• Glucides, sucres : monosaccharides (glucose, fructose), disaccharides (saccharose ou sucre blanc) et polysaccharides (agar, alginates, amidon…).
  • Le sucre blanc (saccharose) est également énergétique, en mesure de favoriser une croissance bactérienne rapide et massive s’il est utilisé inconsidérément. Cette facilité à surdoser est peut-être l’origine de déficience en oxygène conduisant au développement de pathogènes comme les Vibrio spp. ou d’autres bactéries anaérobies à l’origine de nécroses comme cela a été rapporté par des amateurs. Le saccharose, un disaccharide, demande une étape enzymatique supplémentaire avant d’être utilisé.
  • Le glucose anhydre ou plus facilement trouvé monohydraté, et aussi nommé D-glucose ou dextrose monohydraté, est un sucre simple (monosaccharide). Produit direct de la photosynthèse des algues et des zooxanthelles, il existe dans l’environnement corallien et préférable au saccharose. Il est facilement biodisponible et assimilé par de nombreuses bactéries.
    Ne pas utiliser le sirop de glucose qui contient d’autres sucres moins assimilables.
  • Le D-galactose également un sucre simple proche du glucose en termes d’énergie. Légèrement moins biodisponible que le glucose, il ne s’adresse pas strictement aux mêmes bactéries. Ceci expliquant peut-être son impact moindre sur la diversité de la flore bactérienne et la non-prolifération de certaines bactéries pathogènes (figure 1). C’est une option intéressante, notamment dans des circonstances où l’on recherche une stabilité.
• Acides aminés : tous les AA contiennent du carbone. Privilégier les acides aminés essentiels (histidine, leucine, isoleucine, lysine, méthionine, thréonine, valine) que les coraux ne synthétisent pas, ainsi que ceux utiles dans le métabolisme (arginine, glutamine, glycine, cystéine, tyrosine). Bien que proposés très dilués, les acides aminés étant des constituants essentiels des protéines ils contribuent à la santé du corail et trouvent donc un intérêt particulier en présence les aquariums à très bas taux de nutriments (ULNS).
• Acides organiques : l’acide acétique (vinaigre), maléique, lactique sont parfois utilisés.
  Nota : un vinaigre à 7° (soit 7 % d’acide acétique en volume) correspond à un vinaigre à 5 % d’acide acétique en masse.
• Acétates : Les acétates de calcium, sodium, magnésium… sont une forme stabilisée de l’acide acétique, directement assimilables. Leur choix peut contribuer à diminuer des dérives de minéraux Ca, Na, Mg.
• Hydrolysats de protéines : ces produits peu utilisés en aquariophilie récifale, dérivés de la décomposition des protéines sont riches en peptides et acides aminés offrant une source de carbone facilement assimilable par les bactéries et les coraux.
• Produits commerciaux pré-mélangés : Ces solutions telles que le Red Sea NoPox, prêtes à l’emploi, contiennent un mélange de différentes sources de carbone (alcools, acides organiques…).
• Substrats commerciaux carbonés : Il s’agit de matériaux peu ou non poreux enrichis en carbone organique, fournissant à la fois un substrat et une alimentation pour les bactéries. Le carbone inclus est progressivement libéré, rendu immédiatement disponible lors de l’érosion par les bactéries colonisant la surface, ce qui en facilite l’usage. La libération de carbone est lente et régulière, sans grand risque de surdosage mais elle impose de réajuster le volume du substrat selon l’usure.
  • Le matériau plastique est biodégradable, principalement :
    • Polyhydroxyalcanoate (PHA) auquel appartient le polyhydroxybutyrate (PHB) utilisé. La matière est produite par des bactéries en conditions stressantes avec peu de nutriments azote et phosphore. Elles accumulent du carbone comme réserve d’énergie. Le PHB est à dégradation lente assure une certaine stabilité.
    • Acide polylactique (PLA), un polyester thermoplastique obtenu à partir d’amidon de maïs, betterave sucrière et d’autres cultures riches en sucres. La fermentation des sucres produit de l’acide lactique ensuite polymérisé en macromolécules formant la matière plastique. Le PLA est à dégradation un peu plus rapide, adapté à des démarrages (Aquaforest, D-D Bio Pellets).
  • Ces matériaux sont produits sous deux formes :
    • En boules (bioballes) : Les bioballes (JBL BioNitrat EX…) moulées, se placent dans en filtration passive dans le flux de la cuve technique
    • En granulés (biopellets) : Le granulé est extrudé à chaud puis coupé en tailles et formes variant selon les marques, ce qui influence la fluidisation, le colmatage. Les biopellets s’utilisent en filtration passive comme les bioballes ou plus fréquemment en lit fluidisé au sein d’un réacteur à bactéries. Le commerce propose quantité de références (DVH Aquatic NP-Reducing Biopellets ; Reef Interests All-In-One Biopellets ; Tropic Marin NP-Bacto-Pellets…). Certaines ajustent la composition pour favoriser la réduction de certains nutriments, par exemple les phosphates en stimulant des bactéries spécifiques.

4.3. Choix des composés carbonés

Toutes les sources de carbone ne se valent pas. Leur utilisation doit être adaptée aux besoins spécifiques de l’aquarium tout en tenant compte du risque potentiel de favoriser les pathogènes. Quelques caractéristiques peuvent orienter le choix d’une source de carbone :

• Source d’énergie (kJ/g): La quantité d’énergie disponible dans une molécule dépend des atomes qui la composent et de la manière dont ils sont liés. Lors de la dégradation les bactéries exploitent l’énergie issue des liaisons chimiques de la molécule, rompues et reformées pendant les processus métaboliques. Les liaisons ciblées sont notamment celles riches en électrons : C−H et C−C.
  Les sources de carbone n’ont donc pas la même valeur énergétique et ne peuvent être remplacées part pour part. Une source de carbone très énergétique telle que l’éthanol, permet une assimilation plus rapide durant le métabolisme des bactéries, pour construire leur biomasse et un développement plus massif de la colonie. Cependant un excès d’énergie présente plus les risques déjà évoqués en cas de surdosage. A contrario, une source pauvre en énergie appauvrit les réserves et demande plus d’efforts enzymatiques pour l’assimilation.
  Le tableau 1 précise la valeur énergétique de différentes sources de carbone.
  Le calculateur proposé plus loin, définit celle de la solution carbonée issue d’une recette particulière. Dans ce dernier, l’eau étant une molécule stable et oxydée, elle ne participe pas aux réactions de combustion et n’apporte aucune énergie utilisable dans ce contexte.
• Facilité d’assimilation : Les bactéries assimilent plus aisément les carbones simples (éthanol, acide acétique, glucose, acétates) que ceux complexes (polysaccharides : saccharose…). Exigeant moins de transformations enzymatiques, d’énergie et de temps pour leur décomposition avant assimilation, ils sont plus rapidement bioassimilés et la croissance bactérienne en est facilitée. Dans la pratique le glucose et les acétates sont utilisés car facilement assimilables par une très grande variété de bactéries qui rencontrent régulièrement ces molécules issues de la lyse d’autres cellules vivantes.
• Effets sur NO_3, PO₄ : Selon les espèces, les bactéries réduisent mieux nitrates ou phosphates. Les glucides (glucose) sont plutôt mieux traités par les espèces assimilatrices de phosphore (PAB). Il s’avère heureusement que les mêmes bactéries contribuent plus ou moins au cycle de l’azote et celui du phosphore comme le détaille l’article Bactéries en aquarium marin et récifal.
• Taux de l’élément carbone en masse (%) : les composés diffèrent dans leur proportion en carbone. Cependant ce taux n’est qu’un indicateur. En effet, il y a possibilité de diluer la solution dans de l’eau osmosée pour atteindre l’objectif visé.

Le tableau 1 compare les particularités des principales sources de carbone organique en aquariophilie marine.

5. Recettes de solutions carbonées

5.1. La genèse en aquariophilie récifale

L’introduction de source carbonée en aquariophilie récifale a débuté avec l’éthanol pur, un produit concentré dont il a fallu trouver des dosages. Michael Mrutzek et Jörg Kokott on proposé un protocole en 2004, détaillé sur Der Meerwasseraquarianer et Récif France dans l’article Dosage de l’éthanol dans l’aquarium (plus disponible sur le Net), qui a évité bien des déboires à ceux qui s’en sont inspiré.

L’éthanol pur s’est vite avéré un procédé agressif avec des risques associés amplifiés. Une formule plus douce avec de l’éthanol dilué (vodka) et polycarbonée pour atteindre des bactéries diverses, a été proposée plus tard, publiée par Glassbox Design (plus disponible). Cette recette, dite méthode VSV (Vodka, Sucre, Vinaigre) originelle faisait état de 200 ml de vodka 40°, 50 ml de vinaigre blanc 7° (5%) et 1,5 tbsp de sucre blanc (saccharose) c’est à dire 1,5 cuillère à soupe soit ~20 g de sucre.

Des récifalistes ont plus tard reproché au sucre de favoriser les nécroses, plus que les alcools. Certes, l’augmentation du glucose a scientifiquement été relié à une augmentation de bactéries pathogènes. Cependant elle s’est limitée à comparer le glucose à d’autres formes de sucres présentes naturellement dans le mucus de coraux (galactose, manose…). Les chercheurs n’ont pas jugé bon de comparer le glucose avec le sucre blanc, la vodka 40° ou du vinaigre blanc, probablement jugés trop peu présents sur le récif. Par contre ils s’accordent à dire qu’un excès de carbone organique, quelle qu’en soit la provenance, augmente l’émergence et l’abondance d’agents pathogènes opportunistes cause de maladies et de nécroses dégradant les récifs (1,2). L’augmentation du COD est de ce point de vue plus critique que celle des nitrates et phosphates (3).
Le sucre blanc (saccharose)
serait également à l’origine du ternissement de coraux… une raison de lui préférer le glucose voire le galactose, plus facilement assimilables, auxquels il est naturellement habitué.

5.2. Recettes polycarbonées

Source : Nature.com

La nature des sources de carbone influe sur la densité et la diversité de la communauté bactérienne (4), d’autant plus quand la source est unique. En effet, l’enrichissement d’une partie de la communauté permet à ces bactéries d’en supplanter d’autres qui pourraient avoir des rôles défensifs (production d’antibiotiques) ou métaboliques (fixation du carbone ou de l’azote).

La figure 1 montre que le glucose utilisé seul, favorise les bactéries Vibrionaceae (dont certaines sont pathogène) par rapport à d’autres sucres, ainsi que des bactéries fréquentes dans les zones coralliennes oligotrophes. Il est donc préférable de multiplier les sources de carbone citées au tableau 1.

À titre de comparaison, le tableau 2 compare des recettes aux effets quelque peu différents.

• 1 : Utilisation unique d’éthanol pur, très énergétique. Le dosage doit être très rigoureux, stable et très adapté au système, ne supportant pas de dérive.
• 2 : Formule initiale VSV est plus douce.
• 3 : Assemblage de type NoPox (sous réserve), doux, peu énergétique adapté à un maintien sur le long terme.
• 4 : Formule équilibrée permettant de traiter NO_3, PO₄, biodisponible, plus facilement assimilable que VSV et quasi tout aussi énergétique.

L’eau permet ici de diluer et améliorer la dissolution des sucres (saccharose, glucose).

5.3. Objectifs d’une recette

Chaque source de carbone favorise des processus microbiens ou écologiques spécifiques. Sauf cas particuliers on privilégiera une solution modérément énergétique et stable :

• Diversité bactérienne : un mélange équilibré de sources modérément énergétiques (glucose, vinaigre, acides organiques) stimulera plusieurs souches bactériennes.
• Stabilité à long terme : Les acétates libèrent du carbone lentement, permettant une stimulation bactérienne progressive et sûre. On pourra les associer au vinaigre dans ce but.
• Réduction rapide des nutriments (NO₃, PO₄) : on pourra privilégier des sucres simples (glucose, fructose) et la vodka, énergétiques, rapidement métabolisés, pour une réponse rapide, par exemple pour corriger un pic soudain de nutriments.

5.4. Calculateur de solution polycarbonée

Le calculateur qui suit permet d’évaluer une recette compte tenu des informations ci-dessus, tout en respectant un objectif de performance (taux de carbone contenu et valeur énergétique). Outre les sources de carbone, il est possible de diluer dans de l’eau osmosée pour des besoins spécifiques : en petites quantité, pour multiplier les distributions quotidiennes, pour s’adapter à la précision d’un microdoseur ou en présence de sucre comme nous le verrons.

5.6. Réaliser la solution polycarbonée

Dissolution du sucre

• Le sucre blanc (saccharose) se dissout mal dans de l’éthanol pur. Il faut préalablement le dissoudre dans un peu d’eau osmosée à prévoir dans la formule. Elle n’est en général pas indispensable en présence d’une forte proportion de vodka qui contient 60 % d’eau ni dans le vinaigre essentiellement constitué d’eau.
• Le glucose est encore moins soluble dans l’éthanol pur que le saccharose, et reste limitée dans la vodka. Un complément d’eau s’impose.

Réalisation de la solution

1. Doser les liquides (éthanol, vodka, vinaigre…) :
• En présence de glucose prévoir un peu d’eau osmosée et/ou chauffez légèrement le vinaigre à 40-50°C maximum pour améliorer la dissolution en évitant l’évaporation excessive.
• En présence de saccharose associer un peu d’eau osmosée.
• En présence d’éthanol diluer avec de l’eau osmosée.
2. Verser dans le liquide le saccharose, le glucose et les acides aminés si prévus
3. Mélanger et agiter pour une dissolution complète du sucre jusqu’à obtenir une solution claire, sans cristaux.

Stockage

• Étiqueter la bouteille avec la date de préparation.
• Conserver la solution dans une bouteille opaque et hermétique,
• Entreposer au réfrigérateur en présence d’AA.
• Utiliser dans un délai d’environ 2 mois.

6. L’écumeur, maillon indispensable

L’écumeur de protéines élimine les matières organiques avant qu’elles ne se décomposent dans l’eau en ammoniac, nitrates et phosphates, réduisant ainsi la pollution à sa source. Ce rôle est d’autant plus crucial pour maintenir la qualité de l’eau et l’équilibre biochimique, quand on augmente volontairement cette biomasse bactérienne. En l’absence d’écumeur les bactéries mortes resteraient dans l’aquarium en se décomposant et restituant les nutriments assimilés dans l’eau. L’ajout de carbone serait voué à l’échec et plus encore il pourrait être le début d’une catastrophe assurée, et ce pour plusieurs raisons :

• Exportation de la biomasse bactérienne : les bactéries hétérotrophes prolifèrent en présence de carbone pour consommer nitrates et phosphates. La biomasse bactérienne détachée du substrat ou en suspension dans l’eau, est exportée par l’écumeur, réduisant ainsi les nutriments assimilés sous forme de biomasse.
• Oxygénation : La biomasse bactérienne consomme d’autant plus d’oxygène qu’elle est forte. Incontrôlée elle devient un risque d’hypoxie ou de bloom bactérien. L’écumeur contribue à maintenir une bonne oxygénation, favorisant les échanges gazeux et réduit le risque d’une prolifération incontrôlée.
• Élimination des sous-produits : l’écumeur élimine des protéines, acides aminés et d’autres molécules organiques produites par les bactéries ou libérées par les organismes vivants.

7. Dosage de carbone dans l’aquarium

7.1. Méthode d’ajout de COD dans l’aquarium

Les injections de solution carbonée sont toujours maitrisées : calculées, précise, rigoureuses, que ce soit en phase de démarrage, de maintenance normale ou d’arrêt. Le dosage calculé peut se faire :

• Manuellement : Sur une période limitée, il exige une grande rigueur de la part du soigneur.
  Attention : la méthode courante consistant à ajouter un morceau de sucre occasionnellement, selon des impressions subjectives est certes, en général suivie d’effets notables. Malheureusement ces ajouts incontrôlés peuvent déséquilibrer le système biologique et s’avérer finalement déstabilisants et négatifs dans la durée.
• Par microdosage automatisé : Quand l’apport est intégré dans une maintenance normale.
• Dans un réacteur à bactérie : S’il y a besoin de déporter la production bactérienne, par exemple afin de limiter les risques pour l’aquarium. L’article Réacteurs à bactéries détaille son utilisation.

7.2. Détermination des dosages

7.2.1. Définir le niveau de pollution

L’équilibre écologique est complexe impliquant de nombreux facteurs (nourrissage, densité de poissons, quantité et qualité de pierres vivantes, systèmes de traitements…) qu’il est difficile de chiffrer individuellement. La consommation d’un aquarium récifal est très variable et peut atteindre 2 mg/l NO₃ par jour. Le niveau de pollution est exprimé par le taux de nitrates (et de phosphates) que nous mesurons. Cette expression du bilan dynamique production/exportation est riche d’enseignements, par exemple :

• Nécessité d’un apport de carbone : Un taux constant est le bilan d’un bac équilibré et n’a pas forcément besoin d’ajouter du carbone organique. Réduire le taux de pollution relève alors uniquement de la nécessité d’adapter au mieux le biotope à la faune hébergée.
• Surproduction de nitrates : Une dérive de quelques mg/l NO₃ sur une période (sans changer la maintenance) qu’il y a besoin de doser quotidiennement en carbone pour la traiter.

Pour simplifier l’estimation, le calculateur se limite à la réduction des nitrates et suppose que rien ne limite la réduction conjointe des phosphates.

7.2.2. Déduire la quantité de carbone à doser

Comme nous l’avons évoqué, les bactéries hétérotrophes assimilent le carbone et l’azote dans un ratio C:N d’environ 75:10. Recalculé en poids moléculaire, cela signifie que les bactéries ont besoin d’environ 1,70 mg de carbone pour assimiler 1 mg de nitrates.

Supposons que le carbone soit le facteur limitant du cycle d’azote stable d’un aquarium de 100 litres où l’on souhaite réduire la production de nitrates de 1 mg/l chaque jour. Il faut alors pourvoir aux bactéries 1,70 mg/l de carbone supplémentaire. Soit 170 mg de carbone. Le taux de carbone contenu dans la solution carbonée déterminera son dosage quotidien. En général, dans un aquarium récifal l’apport de l’élément carbone ne devrait pas dépasser environ 1 mg de carbone par litre d’aquarium et par jour.

Il s’agit du dosage maximum quotidien pour réduire la pollution. Cette estimation théorique destinée à seulement démarrer le protocole ne peut prétendre intégrer de façon exhaustive toutes les spécificités des relations biochimiques en jeu dans notre écosystème fermé. Aucun protocole ne peut prétendre fixer un planning de dosage fiable pour n’importe quel système. Seuls les tests NO₃ (et PO₄) permettent de piloter les apports de carbone comme nous l’aborderons. La prudence recommande de débuter le dosage au 1/10 de cette valeur.

7.3. Protocole de démarrage et d’arrêt

Le démarrage doit impérativement être progressif pour que les coraux et autres organismes s’adaptent au nouvel équilibre. Il est réalisé de manière maitrisée en respectant plusieurs étapes  :

1. S’assurer que l’écumeur fonctionne normalement et qu’il est bien dimensionné pour le niveau de pollution.
2. Mesurer les taux de NO₃ et PO₄ initiaux.
3. Ajuster si besoin le ratio NO₃/PO₄ vers 100 à 150/1 au moyen d’additifs ou autre méthode.
4. Le calculateur prend en compte le taux de nitrates à réduire et détermine le volume de solution carbonée à distribuer quotidiennement.
5. Ensemencer en bactéries probiotiques, puis régulièrement environ tous les 2 mois
6. De préférence agiter la solution carbonée avant utilisation, des sucres dissous dans la vodka ou l’éthanol pouvant précipiter.
7. Injecter la solution carbonée : en 2 à 3 fois par jour en l’augmentant progressivement selon le planning du calculateur.
8. Mesurer les taux de NO₃ et PO₄ tous les 2 jours. Les effets se révèlent après plusieurs heures et durant quelques jours. Ils sont d’autant plus rapides que le taux de nitrate est initialement fort, avec des sources de carbone énergétiques, si une biomasse bactérienne est déjà installée et si l’écumeur est efficace. Il est moins rapide en cas de sous dosage.
9. Suivre la diminution de NO₃ et PO₄ sur une courbe (figure 1). Ce sont les taux mesurés qui conduisent la marche à suivre, et uniquement eux.
10. Observer :
• Le comportement dans l’aquarium (coraux pâles, biofilm non excessif sur les vitres…). Si l’eau devient laiteuse le dosage trop important ou trop rapide provoque une explosion bactérienne risquée pour les poissons et coraux. Stopper la méthode jusqu’au retour à la normale, puis reprendre en respectant le dosage.
• La couleur plus foncée et l’odeur nauséabonde de l’éluât d’écumage est un signe de l’extraction des bactéries.
11. Quand le taux de nitrates souhaité est atteint, injecter la même dose quotidienne de carbone. Les bactéries ne pouvant pas se multiplier indéfiniment, elles atteignent un seuil de croissance jusqu’à l’équilibre bactérien.
    Si le taux de nitrates ou phosphate devenait indétectable, stopper tout ajout et réduire un peu la dose.

La mise hors service se réalise tout aussi progressivement pour que les organismes s’adaptent au nouvel équilibre de nutriments. Pour ce, diminuer la dose de solution carbonée de 0,1 ml / 100l tous les 2 jours.

Un peu de carbone, pour que le récif carbure.

En savoir plus

• 1 – Excess labile carbon promotes the expression of virulence factors in coral reef bacterioplankton – Anny Cárdenas. 01/2017
• 2 – Role of elevated organic carbon levels and microbial activity in coral mortality – David I. Kline, Neilan M. Kuntz, Mya Breitbart, Nancy Knowlton, Forest Rohwer – Marine Ecology Progress Series, 05/2006
• 3 – Pathologies and mortality rates caused by organic carbon and nutrient stressors in three Caribbean coral species – Neilan M. Kuntz, David I. Kline, Stuart A. Sandin, Forest Rohwer – Marine Ecology Progress Series, 06/2005.
• 4 – Mucus Sugar Content Shapes the Bacterial Community Structure in Thermally Stressed Acropora muricata – Sonny T M Lee, Simon K Davy, Sen-Lin Tang, Paul S Kench – 03/2016
• 5 – Total Organic Carbon (TOC) and the Reef Aquarium: an Initial Survey, Part I

• 6 – Dosage de l’éthanol… la méthode vodka de Jörg Kokott et Michael Mrutzek Publication Récif France, 2004 (plus disponible).
• 7 – Vodka on the reefs : le bon cocktail ? – Florian Lesage & Hervé Rousseau – Récif.orgs, 12/2006
• 8 – The Old Becomes New, Yet Again: Sandbeds and Vodka, part 1 – Eric Borneman – reefkeeping, 10/2004
• 19 – The Old Becomes New, Yet Again: Sandbeds and Vodka , part 2 – Eric Borneman – reefkeeping, 11/2004

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1. Ratio de Redfield : origines et signification

1.1. Ratio des nutriments C:N:P

Tout organisme vivant nécessite des nutriments pour son métabolisme parmi lesquels :

• Carbone (C) : il constitue la base des molécules (protéines, lipides, ADN…) et joue un rôle comme source d’énergie.
• Azote (N) : il est essentiel à la synthèse des protéines (acides aminés) et des acides nucléiques.
• Phosphore (P) : indispensable pour les membranes cellulaires (phospholipides) et la production d’énergie (ATP).

En milieu marin les organismes vivants ont évolué et se sont adaptés aux environnements dans lesquels ils vivent. Les écosystèmes marins (océan, surface, abysses, plateau continental, récif, lagon…), présentent quelques particularités liées à leurs nombreux facteurs (disponibilité en nutriments, oxygénation, hydraulique…). Le ratio C:N:P constituant les cellules des organismes vivants est donc donc variable selon leur biotope.

1.2. Concept de Redfield

Alfred Clarence Redfield (1890–1983) établit en 1934 dans le Concept de Redfield, que la biomasse phytoplanctonique océanique contient en moyenne un rapport atomique de 106:16:1 pour le carbone (C), l’azote (N) et le phosphore (P), et qu’il est similaire entre celui de l’azote et du phosphore dans les eaux océaniques. Cette proportion, résultat des processus évolutifs et des cycles biogéochimiques des océans, est devenue une référence pour comprendre les besoins nutritionnels des organismes marins.

1.3. Ratio de Redfield : une moyenne plutôt qu’une règle

Le ratio biologique de Redfield doit être considéré comme une observation générale dans les océans globaux. Il reflète la composition chimique moyenne des cellules phytoplanctoniques dans des conditions où les nutriments (N et P) ne sont pas limitants. Ce ratio s’avère stable pour les systèmes océaniques ouverts (figure 1), car les processus biologiques et biogéochimiques tendent à stabiliser les flux globaux de C, N et P à des proportions proches de cette moyenne. Mais ce n’est pas une règle dans tous les écosystèmes marins.

En effet, ce ratio n’est pas une exigence nécessaire à la croissance du phytoplancton et des végétaux. Il varie considérablement selon les espèces de phytoplancton dominants dans un écosystème, même dans des systèmes riches en nutriments. Les cyanobactéries adaptées à des environnements pauvres en nutriment ont souvent un ratio C:N:P supérieur. Les diatomées aux parois siliceuses ont des besoins en phosphore différents. Les macroalgues, comme les algues brunes ou rouges, montrent des compositions encore plus variables selon leur environnement.

2. Le ratio de Redfield n’est pas une constante de l’eau

2.1. Ce ratio biologique ne reflète pas celui des nutriments dissous

Le ratio de Redfield est biologique, relatif à la composition des organismes. Il s’avère qu’il est intimement lié au ratio des nutriments C:N:P dissous dans l’eau des océans, mais il n’est pas universel.

En effet, le ratio des nutriments dissous dans l’eau est déterminé par des processus biogéochimiques complexes, et pas uniquement par les besoins biologiques des organismes. Il peut varier considérablement en fonction de sources externes. Par exemple, les nitrates (NO₃) et les phosphates (PO₄) proviennent d’apports externes : le ruissellement des terres, les apports atmosphériques, les upwellings océaniques. Ils proviennent aussi de pertes par exportation : l’azote perdu sous forme gazeuse (N₂) via la dénitrification bactérienne, le phosphore souvent immobilisé dans les sédiments ou précipité sous forme de phosphates insolubles. Ces exports expliquent parfois la limitation d’un élément N ou P. Il devient le facteur limitant un métabolisme, dont l’impact est d’autant plus important et rapide que les eaux sont oligotrophes, avec très peu de nutriments.

Le ratio de l’eau ainsi déséquilibré n’empêche pas toujours le phytoplancton de croître, son ratio biologique interne reste toujours proche de Redfield 106:16:1. En effet les végétaux marins, comme de nombreux organismes, s’adaptent à leur environnement et ajustent leur métabolisme. Ils sont en mesure de tamponner les fluctuations externes par stockage. C’est par exemple le cas dans certaines régions tropicales limitantes en phosphore dont le ratio N:P peut être supérieur à 50:1 alors que les organismes marins survivent.

2.2. Différences de vitesse d’assimilation

Les nutriments dissous ne sont pas consommés à la même vitesse par les organismes : le phytoplancton et les bactéries consomment souvent l’azote et le phosphore selon leurs besoins immédiats. Par ailleurs la limitation d’un nutriment peut entrainer le stockage de l’autre. Par exemple un faible niveau de phosphore entraine une accumulation de l’azote. Un déséquilibre du ratio s’installe alors temporairement.

2.3. Le ratio diffère selon les écosystèmes

Le ratio C:N:P évolue selon les habitats en raison de variations dans les sources de nutriments ainsi que les processus biologiques et écologiques dominants, influençant directement la structure des communautés biologiques :

• Océan ouvert : en haute mer les ratios avoisinent ceux de Redfield pour le phytoplancton. Les taux d’azote et de phosphore peuvent devenir limitant dans les zones oligotrophes (pauvres en nutriments).
• Crête récifale : l’énergie des vagues y est intense, favorisant l’aération et l’échange avec l’océan. Les nutriments sont généralement limités et le carbone prédomine dans les organismes calcifiants et autotrophes (coraux et algues calcaires). L’azote est rapidement assimilé par les organismes autotrophes ou recyclés par des bactéries, le phosphore est plus faible, précipité rapidement sous forme de phosphates dans un environnement alcalin. Le ratio C:N:P pourrait avoisiner 150-200:20:1.
• Lagon : ces environnements semi-fermés favorisent l’accumulation de matières organiques et de nutriments. D’autre part, les ratios peuvent être impactés par des apports anthropiques (eaux côtières, fertilisants) favorisant des teneurs variables, globalement plus élevées en azote et phosphore. Le ratio C:N:P serait de l’ordre de 120-150:20-25:1
• Plaine récifale : dans les zones plus profondes la lumière diminue, réduisant l’activité autotrophe. La matière organique particulaire sédimente et sa dégradation prédomine, le taux de phosphore peut être influencé par les processus de reminéralisation. Les taux d’azote et de phosphore y sont plus importants.

3. En aquarium, le contexte diffère du milieu naturel

Le contexte d’un aquarium, système fermé, est notablement différent avec des interactions de nature à bouleverser les schémas.

3.1. Besoins spécifiques

Les organismes présents dans l’aquarium (coraux, bactéries, algues) ont des besoins spécifiques qui diffèrent de ceux du phytoplancton.

3.2. Nutriments importants

Les apports (alimentation, déchets…) sont proportionnellement importants et les exportations (filtration, écumage…) y sont gérées à petite échelle par l’aquariophile, contrairement aux masses océaniques où les flux sont régulés naturellement. Dans un aquarium récifal, système artificiel et fermé, les déséquilibres sont encore plus marqués.

En aquarium, la biomasse microbienne et les particules organiques ne sont pas négligeables. Le carbone organique (matière vivante, détritus), l’azote et le phosphore, sont liés à plusieurs processus : métabolisme, stockage, précipitations… Ils forment des sources et des transformations importantes qui influencent fortement le cycle des nutriments. Le ratio dissous mesuré dans l’eau de l’aquarium est donc le résultat des apports, des exportations et des transformations chimiques, sans lien direct avec les besoins internes des coraux, algues ou bactéries. Cela crée une vision partielle et biaisée des flux de nutriments dans l’aquarium. L’application du ratio Redfield est impossible dans ce contexte.

3.3. Concentrations élevées mais non limitantes

En milieu naturel l’azote et le phosphore disponibles en très faibles quantités deviennent facilement des éléments limitants. Cela force les organismes à optimiser leur utilisation. En aquarium la situation est différente. N et P sont en général présents en excès, le carbone s’avère plus fréquemment le facteur limitant. Tant que les niveaux de N et P élevés restent dans une plage compatible avec la biologie des coraux et des poissons, ils ne créent pas de stress significatif. Cette limite est toutefois variable. En aquarium elle bien souvent contrainte par le développement des algues ou cyanobactéries.

3.4. Aquarium contrôlé

En aquarium, les paramètres sont maintenus dans une plage étroite (pH, température, salinité, lumière) qui réduit le stress métabolique. Cela permet aux organismes de mieux tolérer des déséquilibres des ratios C:N:P.

3.5. Tests aquariophiles inadaptés

Nos tests colorimétriques ou photométriques NO₃ ne mesurent que les nitrates, une forme oxydée d’azote inorganique, ils ne mesurent pas les autres formes d’azote dissous (ammoniac NH₃, ammonium NH₄, nitrites NO₂, azote organique : acides aminés, urée, diazote…) dissous dans l’eau. Les coraux assimilent plus facilement l’azote sous forme ammonium et en bien moindre mesure les nitrates. Les nitrates ne reflètent donc pas la disponibilité en azote pour les coraux. Cependant, dans une situation stable et equilibrée la présence de nitrates suppose la présence d’ammonium en amont, dont une partie est potentiellement disponible pour les coraux et les autres organismes.
De même que le test PO4 ne mesure que les phosphates inorganiques, excluant les différentes formes de phosphore organique. Ces tests excluent donc les formes organiques de N et P (DON/DOP) largement présentes dans les aquariums.

L’analyse ICP qui ne mesure pas le carbone ni l’azote total, ne permet pas plus de mesurer le ratio C:N:P global. Les biologistes utilisent des méthodes spécifiques pour chaque élément : le carbone total avec des analyseurs (TOC/DOC) qui incluent les formes organiques et inorganiques ; l’azote total par colorimétrie, spectrophotométrie UV, spectrophotomètre ; le phosphore total par chimie analytique et des mesures colorimétrique ou spectroscopique. Ces méthodes permettent de combiner les fractions organiques et inorganiques, ce que l’ICP seul ne peut pas faire.

3.6. Expression différente des mesures

Les tests aquariophiles mesurent NO₃ et PO₄ en milligrammes par litre. De son côté, le biologiste marin mesure les éléments C, N et P individuellement et expriment le ratio de Redfield C:N:P 106:16:1 en mole. C’est à dire que la biomasse du phytoplancton est constituée de 106 atomes de phosphore, 16 d’azote et 1 de phosphore. Traduit en masse cela représente respectivement 1272, 992 et 95. Le ratio est alors 41:32:1 en mg/l.

Ce ratio N:P 32:1 est contenu dans les molécules de nitrates et phosphates dans un ratio NO₃/PO₄ de 46/1. Aucun aquariophile ne respecte cette proportion, bien loin du ratio NO₃ / PO₄ en mg/l préconisé en aquarium récifal 100/1 à 150/1. Mais pas de panique ! Les organismes marins y prospèrent grâce à leur adaptabilité, au fait qu’ils supportent mieux les excès de nutriment que des carences, qu’ils ont la capacité d’utiliser des formes organiques non mesurées (DON, DOP) non prises en compte par les tests standards et qu’il sont maintenus dans un environnement globalement stable et contrôlé, compensant les déséquilibres apparents.

4. Enseignements de Redfield pour l’aquariophile

Redfield pourrait-il être récifaliste ? Ses observations relatives à des organismes végétaux dans un milieu spécifique, loin de nos réalités aquariophiles sont inappropriées à l’aquariophilie récifale et ne peuvent s’appliquer stricto facto. Le concept d’équilibre entre les nutriments que Redfield a mis en évidence joue pourtant un rôle déterminant dans l’efficacité des métabolismes de tous les organismes, notamment des bactéries dans le traitement des déchets et le cycle de l’azote. C’est l’un des piliers de notre maintenance.

4.1. Enseignements

Le concept de Redfield est général, mais capital et riche d’enseignements :

• Un concept, pas une règle : les ratios NO₃/PO₄ 100/1 à 150/1, habituellement recommandés dans un aquarium récifal répondent au concept d’équilibre. Ils sont le fruit de l’expérience et doivent être considérés comme une ligne de conduite plutôt qu’une règle absolue. Un déséquilibre non limité aux cyanobactéries : une étude en milieu naturel a mesuré le développement de dinoflagellés en présence d’un ratio N/P élévé associé à P faible.
• Niveaux de nutriments raisonnables : ce concept d’équilibre ne remet pas en cause les valeurs minimales et extrêmes. En effet, des proliférations algales sont générées par des taux de nitrates ou phosphates excessifs, de même qu’une carence dans l’un ou l’autre affaiblit le corail.
• Des ratios différents du milieu naturel : c’est une situation qui ne nuit pas à une bonne maintenance. Elle s’explique par des réactions diverses (précipitations, action bactérienne) sans rapport avec ce qui se produit dans l’océan.
• Observer et s’adapter au contexte : chaque aquarium est différent, avec des flux de nutriments non mesurables. Les résultats des tests ne sont que l’expression du bilan de ces interactions. Une approche basée sur l’observation des coraux, algues et autres organismes est plus efficace que l’application rigide d’un ratio : les coraux montrent-ils des signes de blanchiment ou de stress, les algues indésirables prolifèrent-elles malgré des PO₄ faibles ?

• Maintenance pragmatique et stable :
  • Variations progressives : forcer trop rapidement un ratio en ajoutant des nitrates ou des phosphates peut favoriser la prolifération d’algues indésirables ou cyanobactéries.
  • Cycles biologiques complets : proposer un système qui se régule au mieux. Par exemple distribuer régulièrement des sources de carbone organique (ex. vodka, acétate) pour stimuler les bactéries hétérotrophes consommatrices de nitrates et phosphates ; favoriser si nécessaire les refuges algaux pour capturer les nutriments excédentaires…

4.2. Carbone dans le concept de Redfield en aquarium marin

Suivi du carbone dans la maintenance

Ce premier élément du ratio a été un peu oublié. En effet ce n’est pas un élément que nous suivons régulièrement.

• Carbone organique dissout (COD): le test n’est pas à la portée de l’aquariophile, cependant le test Triton N-DOC mesure le carbone et l’azote inorganique dissout. En milieu marin le COD est généralement très faible : de 1 à 5 mg/l dans les eaux océaniques peu polluées et jusqu’à 10 mg/l, voire davantage, près des zones côtières enrichies en nutriments. Ce sont les taux visés en aquariums récifaux, ils assurent la ressource pour l’activité bactérienne importante dans nos milieux.
• Carbone inorganique dissout (CID) : il est stable en eau de mer de 2000 à 2200 µmol/L (soit environ 24 à 26 mg/l de C).
  Nous gérons les formes les plus présentes (bicarbonates, carbonates) en aquarium via le test KH. Dans un aquarium récifal, les niveaux visés de CID sont similaires, de 2000 à 2400 µmol/l. Avec pH 8,0-8,4 et S35, le taux de CID est environ 2000 µmol/L à 7 dKH et 2800 µmol/l à 10 dKH. Le taux de CO₂ n’est cependant pas mesuré, dépendant des échanges gazeux.

4.3. Ratios NO3 / PO4 en aquarium marin

La question des taux limites en NO₃ et PO₄ intéresse l’aquariophile. Il suit régulièrement ces valeurs, mais se soucie peu du ratio NO₃/PO₄. Voyons comment nous pouvons exploiter le concept de Redfield.

À cet effet, je propose un diagramme (figure 2) qui n’a rien de scientifique, seulement porté par un faisceau d’expériences d’aquariophiles à travers le monde. Il repose sur plusieurs hypothèses et principes :

• Biologiquement le concept de ratio N:P est indéniable et s’applique aux habitants de l’aquarium.
• Le concept peut s’étendre à la qualité d’une eau qui assure la disponibilité des éléments N et P dans le contexte de l’aquarium, malgré ses inconnues. Autrement dit le résultat mesuré dans l’eau est exploitable, même s’il n’est que l’expression finale de flux (intrants, épurateurs, consommateurs…) et cycles internes (azote, phosphore) dont on sait peu.
• Puisque l’on ne peut exploiter les informations sur les éléments azote et phosphore, on peut logiquement tenter un raisonnement sur la base des nitrates et phosphates.
• Une gestion stricte basée uniquement sur un ratio ignore la réalité des flux de nutriments et peut entraîner des déséquilibres. Il convient d’élargir l’analyse en intégrant les carences et excès de nutriments : trop d’azote accentue la prolifération algale, un élément limitant perturbe le métabolisme…
• L’expérience des récifalistes montre qu’un ratio NO₃/PO₄ de l’ordre de 100/1 à 150/1 exprimé en mg/l est adapté à la maintenance d’organismes sensibles tels que les coraux, dans nos aquariums. Pour autant, au stade actuel de nos incompréhensions, ce postulat pourrait évoluer selon les espèces hébergées.
• Un même ratio peut répondre aux besoins de tous les organismes vivant dans le même écosystème.
• Certaines informations (invasion d’algues, de cyanobactéries, taux de calcification…) contribuent à délimiter des zones particulières de maintenance. Ne s’agissant pas de science exacte, leurs frontières sont délibérément floues. Il convient de conserver les nutriments dans des rapports raisonnables, et bien évidemment ne jamais l’inverser sous peine d’invasion de cyanobactéries.

• Compte tenu de ce qui a été exprimé auparavant, nous devons interpréter avec prudence.
  • Le diagramme est un moyen de compréhension de l’évolution de l’aquarium vers une situation de déséquilibre.
  • Le diagramme doit être considéré comme une ligne de conduite plutôt qu’une règle absolue, et un moyen de mieux comprendre et maitriser notre maintenance.
  • Une combinaison avec de très faibles taux de nitrates et phosphates est instable et présente plus de risque de cyanobactéries.
  • Il y a plus de risques à tendre vers des carences que des excès.
  • Le diagramme définit des zones (SPS, LPS…) représentant des conditions standard avec moins de risque de dérive. Elles ne signifient pas que les organismes ne peuvent pas vivre en dehors de celles-ci.
  • Les zones attribuées aux coraux limitent le champ d’action pour recentrer un ratio. Par exemple en cas de nitrates élevés et de phosphates faibles, il est fortement déconseillé de remonter le taux de phosphates en dehors de celles-ci. Les nitrates devront être spécifiquement réduits par d’autres voies (bactéries, nourrissage…).
  • Un aquarium prolifère qui ne répond pas au modèle dispose propablement d’autres leviers compensateurs. Nous somes trop ignorants pour les expliquer totalement.
  • Un aquarium en situation de déséquilibre, confronté à des dérives autres que N et P, peut ne pas correspondre au modèle.
  • Un aquarium déséquilibré a peu de chance de retrouver une situation stable en agissant sur les seuls leviers NO₃, PO₄ et leur ratio. Cependant, ces derniers contribueront à retrouver la stabilité attendue dans un plan plus global.

Assurément, Redfield aurait été un bon aquariophile !

En savoir plus

• Effets de la disponibilité en macro- et micro-nutriments sur la physiologie des coraux tropicaux. Alice Blanckaert. Microbiologie et Parasitologie. Sorbonne Université, 2023.

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Caractéristiques d’un système de fixation performant

S’agissant de la réalisation du décor d’un aquarium de présentation, les objectifs à atteindre diffèrent de ceux d’un élevage de coraux. Les exigences les plus fréquentes se résument ainsi :

Facilité d’utilisation et de maintenance

• Fixation facile : une mise en place rapide et facile simplifie la maintenance en même temps qu’elle permet d’épargner les formes fragiles, délicates.
• Déplaçable : les ajustements d’emplacements sont particulièrement fréquents lors de l’introduction d’un nouveau spécimen pour son accoutumance au milieu et pour identifier l’emplacement où il s’épanouit le plus. Il doit être possible de déplacer les coraux en cas de besoin (modifications du décor, contrôle des interactions entre espèces, soins et traitements spécifiques).
• Multi-emplacements : le système de fixation permet d’exploiter d’autres emplacements de l’aquarium sans modification du support, afin de lui proposer un emplacement plus adapté à ses besoins (lumière, brassage…).
• Solide : le système doit permettre de maintenir le corail dans la durée. Si la masse d’une bouture est faible, le scellement doit pouvoir supporter le poids non négligeable d’un massif d’Acropora millepora qui se serait développé en une table importante, en porte-à-faux.
• Stable : chaque corail est initialement positionné à un emplacement choisi selon plusieurs critères : l’espace qui permettra son développement futur ; l’éclairement ; le courant ; la proximité d’autres espèces plus ou moins compatibles… Il est essentiel qu’il conserve la position à laquelle il a pris le temps de s’adapter. En effet, tout déplacement est risque de stress et risque de voir sa croissance ralentie et difforme. Le corail ne doit pas se déplacer ni chuter, il pourrait se blesser voire dépérir, soit que l’environnement ne répond plus à ses besoins ou brûlé par un spécimen proche. La stabilité doit bien entendu être assurée dans la durée, c’est à dire quand son poids augmente ou que sa forme oppose plus de résistance au brassage.

Compatibilité avec les coraux
et l’aquarium

• Surface adaptée : la surface texturée permet une bonne adhérence de la bouture, du squelette corallien et de ses tissus.
• Taille et forme ajustées : le support est adaptable à la taille et à la forme de croissance (nappe, encroûtement, arborescence) et à la morphologie des coraux (buissons verticaux, tables et plateaux horizontaux).
• Sans impact sur l’écosystème

• Matériaux inertes : les matériaux utilisés sont inertes et ne libèrent pas de substances nocives ou toxiques dans l’eau (métaux lourds etc.).
• Résistance à l’eau de mer : ne pas se dégrader en milieu marin.
• Éviter la pollution : ne pas contribuer à la formation de dépôts ou favoriser l’accumulation de sédiments.
• Non invasif : Il ne doit pas étouffer ou gêner les organismes voisins (microfaune, coraux voisins, etc.).

Esthétique

• Discret : s’intégrer harmonieusement dans l’aquarium, sans être trop visible ou encombrant.
• Colonisable : tout comme les pierres afin de leur ressembler.
• Non colonisable : ne pas favoriser la prolifération d’algues.

Choix possibles

L’aquariophile exploite plusieurs techniques, avec pour chacune ses inconvénients.

• Supports simples : le corail est fixé (collé, scellé au ciment…) sur un simple support (pierre, céramique…) posé sur le décor ou coincé dans une anfractuosité. L’expérience montre que de nombreux coraux périssent du fait de leur instabilité.
• Collage sur le décor : d’une manière générale les colles époxy ou cyanoacrylates (gel) adhèrent mal sous l’eau. Plus qu’un collage, il s’agit d’un blocage du spécimen dans une anfractuosité du décor. Peu résistants, ils supportent rarement le poids d’une colonie qui s’est massivement développée sous forme de buisson déporté ou de table en porte-à-faux
• Scellement au ciment prompt : plus solide que la colle, il ne permet pas de déplacer le corail si besoin.
• Plot de fixation : il s’agit de plots amovibles en ciment ou céramique, constitués d’une face plate, souvent circulaire, destinée au collage du corail, et d’un pied cylindrique pour le maintien.

Le commerce propose quelques solutions, des plus classiques aux plus extravagantes. Si elles répondent plutôt bien à l’élevage de petites boutures collées, les supports sont toujours trop légers et les plots bien trop courts (1 à 2 cm) pour les bloquer dans un décor. Ils ne résistent pas au passage d’un animal buldozer (oursin, gastéropode…) et leur forme arrondie n’est pas particulièrement discrète.

Sytèmes de fixation commerciaux

Réalisation des plots de fixation

Après avoir testé plusieurs systèmes (plots ou moules en impression 3D, moulages en ciment de formes diverses), de nombreux se sont avérés inadaptés. Le plot amovible avec son pied cylindrique s’avère le plus séduisant. C’est celui que j’utilise avec quelques aménagements pour répondre au mieux aux caractéristiques listées plus haut.

Principe du système de fixation

Il repose sur :

• Des plots amovibles moulés en ciment, reprenant le principe bien répandu du plot, mais en deux matériaux et aux dimensions adaptées.
  • Base : elle est circulaire, de diamètre 30 mm ou adaptée au besoin. Son bord est facilement découpable avec une pince coupante. Le ciment largement utilisé dans le monde de l’aquariophilie amateure ou professionelle présente suffisament de garanties d’inocuité moyennant quelques précautions. Compte tenu du dimensionnement des bases et de la résistance attendue, j’utilise du ciment Portland blanc plus fiable que le ciment prompt, auquel j’ajoute un peu d’hydroxyde de calcium afin de limiter la prolifération des algues. Les bases sont coulées dans un moule multi-empreintes.
  • Pied cylindrique : le ciment ne s’avère pas assez solide pour supporter des efforts latéraux. Le tube est donc réalisé à partir de tubes plastique de longueur 1 m et diamètre 10 mm du commerce de bricolage. Il est suffisamment solide pour maintenir un un massif en porte-à-faux et long pour rester en place quels que soient l’environnement (brassage, animaux).
• Des pierres percées : le décor en pierres vivantes ou mortes est percé de nombreux trous pour recevoir les plots.

Réalisation du moule multi-empreintes

Le moule consiste en une plaque (ex. 31 x 26 cm) découpée au cutter dans un panneau de polystyrène extrudé d’épaisseur 30 mm. La plaque est soutenue par 4 entretoises de largeur 30 mm, avec ce même matériau, collées à la colle acrylique. Les empreintes sont formées sur une profonseur de 4 mm, au moyen d’une rondelle 30 mm bloquée en tête de vis 8 mm, chauffée à la lampe à souder. La température est suffisante pour fondre légèrement le PS mais pas trop pour ne pas le brûler. De la même manière chaque empreinte est percée d’un trou au moyen d’une tige de 8 mm chauffée.
La température ne doit pas être excessive pour obtenir un trou de diamètre juste inférieur à 10 millimètres. Ce trou peut être perpendiculaire ou légèrement incliné pour repondre à des emplacements divers (sommet du décor, faces latérales…).

Réalisation du moule pour plots

Préparation des pieds

Découper au cutter les tubes plastique Ø 10 mm en longueurs de 35 mm mini, indispensables pour un bon maintien. Cisailler très légèrement (cutter, ciseau, pince coupante…) un bout de chaque pied sur environ 4 mm. Décolleter ce bout en chauffant, avec une pièce conique.

Moulage des plots

• Insérer un pied plastique dans chaque empreinte, collerette côté empreinte, au ras de la surface.
• Réaliser le mortier de ciment à 50 MPa. Mélanger à sec les poudres puis malaxer progressivement avec l’eau.
  • 1 volume de ciment Portland blanc (ex. classe CEM I 52,5).
  • 1 volume de sable de corail ≈ 2 mm, propre et sec.
  • 0,1 volume d’hydroxyde de calcium, si besoin.
  • 0,4 à 0,5 volume d’eau propre ajoutée jusqu’à obtenir une pate homogène plastique, pas trop liquide.
• Couler le mortier dans les empreintes, vibrer légèrement, araser.
• Stocker 48 h à environ 25 °C. Après ce stade les plots commencent à durcir mais n’ont pas toute leur résistance.
• Démouler en poussant délicatement à l’arrière des pieds.
• Laisser durcir 7 jours à l’air libre environ 25 °C et 65 % d’humidité pour avoisiner une résistance maximale.
• Dépassiver les plots environ 4 jours dans de l’eau osmosée. Cette opération améliore la résistance du mortier et limite l’élévation du pH notamment si de nombreux plots devaient être introduits dans l’aquarium au regard de son volume

Moulage

Percer le décor

Positionner les éléments du décor hors aquarium, dans leur position définitive et imaginer la répartition des boutures à positionner, de la base au sommet sans négliger les parois inclinées et verticales.
Percer avec percussion dans le décor, les trous de diamètre 10 à 11 mm à divers endroits. L’expérience montre qu’il en faut beaucoup plus que prévu pour répondre aux besoins évolutifs. Les trous de profondeur supérieure à 4 cm sont de préférence débouchant afin d’éviter les colmatages. Ne pas s’inquitéter de la visibilité des trous blanchâtres fraîchement percés, ils seront vite invisibles pour l’observateur.

Fixer les coraux

Les plots ne sont qu’un élément intermédiaire de fixation entre le corail et le décor, facilitant la maintenance. Ils peuvent maintenir directement le corail ou bien un corail déjà fixé sur un support (pierre, céramique…).
Pour des questions de résistance je fixe généralement les coraux sur leurs plots au ciment prompt. J’utilise de la colle cyanoacrylate en gel (super glue) pour les coraux poreux (Montipora…) qui seraient brulés par le ciment pénétrant au cœur du squelette. Si besoin, ces deux méthodes permettent de détacher plus tard le corail d’un simple petit coup de burin.

• Sceller au ciment prompt. Pour une prise rapide le ciment prompt doit être récent, stocké dans un endroit sec. Le corail est soit sous forme de branche cassée ou sur un support antérieur. Prendre toutes dispositions pour qu’aucune trace n’entre au contact du tissu du corail au risque de le brûler (se rincer les doigts, gants propres…).
  • Rincer le plot.
  • Déposer une quantité suffisante pour maintenir le corail.
  • Maintenir en position, à l’air libre, sans courant d’air, à température ambiante proche de 25 °C, durant environ 5 minutes.
  • Du ciment peut être modelé pour obtenir une forme plus esthétique que la plaque circulaire du plot. Après 5 minutes,
  • Immerger le corail dans un récipient d’eau du bac durant environ 15 à 30 minutes minimum pour améliorer le durcissement.
  • Fixer le corail dans le trou prévu du décor.
• Coller à la colle super glue :
  • Si besoin meuler une partie plane du squelette à coller.
  • Sécher la zone à coller.
  • Déposer des gouttes de colle sur le plot sec. Ne pas déposer la colle sur les tissus en dehors des zones de collage.
  • Maintenir le corail serré en position durant quelques minutes selon la rapidité de la colle.
  • Fixer le corail dans le trou prévu du décor.

Exemples de fixation de coraux

Une méthode parmi d’autres.

Images liées:

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1. Pourquoi traiter en bain et quels organismes

Indépendamment de la maintenance régulière de l’aquarium, on peut vouloir agir ponctuellement sur un spécimen de corail précis. Le trempage (ang. Dip) du corail infecté en bain annexe permet d’agir vite, sans interférer avec l’aquarium. Un même bain peut également répondre à plusieurs objectifs.

Il est facile de tremper une petite bouture à son arrivée. Ça l’est moins quand le corail a pris du volume dans l’aquarium, et encore moins quand il est fixé au décor. Dans une logique de traitements en bains, il est intéressant de concevoir l’agencement de manière démontable, par exemple avec des roches en éléments facilement retirés et remis en place, des plots simplement enchassés dans le décor…

Les raisons d’un traitement en bain sont diverses, et peuvent impliquer des organismes aux comportements très différents. Un microscope permet de mieux cibler l’organisme à éliminer. Voyons les cas les plus fréquents :

1.1. Traitement préventif d’accueil

Source : Reef Addicts

Il existe des parasites plus ou moins redoutés. Certains sont effectivement si redoutables qu’ils peuvent conduire à l’agonie d’un aquarium et l’abandon définitif du propriétaire. Ce risque important devrait conduire tout aquariophile récifal à réaliser un traitement préventif à l’accueil du corail avant sa mise en quarantaine dans un bac dédié, le temps d’observer son comportement.

1.2. Invasion de parasites

Une invasion peut être récente, sans effet délétère encore perceptible, mais potentiellement cause de stress dont les effets à plus long terme pourraient se traduire par la perte du spécimen.

De nombreux parasites peuvent être observés sur les coraux. On s’intéresse ici, plutôt à ceux qui occasionnent des stress ou des maladies à leurs hôtes :

• Plathelminthes : ces vers plats tels que les turbellariés ou planaires, peuvent agresser les Acropora (ang. AEFW  : Acropora Eating Flatworms) comme le planaire d’Acropora Amakusaplana acroporae. Ils se nourrissent du tissu corallien, provoquant des nécroses visibles sous forme de taches blanches, et peuvent sérieusement affaiblir, voire tuer les colonies infestées. Ces parasites sont difficiles à détecter en raison de leur mimétisme et de leur capacité à se dissimuler sous les branches de corail.
  Certaines espèces de vers plats, Pseudoceros ou Convolutriloba, bien que non considérés comme de véritables parasites, peuvent entraîner la dégradation des tissus de coraux LPS affaiblis.
• Nudibranches : ils se nourrissent du tissu externe des coraux en le grattant. Les signes d’infestation incluent des taches blanches ou décolorées, des zones dénudées ou nécrosées qui dénotent l’affaiblissement des colonies, une baisse de vitalité du corail. On peut observer parfois des œufs sous forme de petites spirales blanches à la surface des coraux. Leur petite taille de quelques millimètres, et leur capacité à se fondre visuellement sur les tissus de leurs hôtes, rendent leur détection difficile.
  On connait Phestilla minor parasite des Montipora (Cf. Coraux durs et invertébrés parasitaires), ceux des Zoanthus et d’autres inféodés aux coraux mous, tels que les Sarcophyton et Sinularia.
• Gastéropodes : les escargots du genre Drupella, sont souvent de petite taille, avec une coquille spiralée de couleur blanche à brune, avec des motifs permettant leur camouflage. Carnivores, ils se nourrissent de tissus de coraux durs Acropora, Montipora, Porites, Pocillopora, voire Fungia. Ils grignottent la surface des coraux avec leur radula, provoquant la décoloration et la dégradation des tissus coralliens. Les coraux deviennent plus vulnérables à d’autres stress ou infections.
• Copépodes : il existe une très grande diversité de copépodes (ang. bug : puces) inféodés à leurs espèces de coraux hôtes, notamment des scléractiniaires (LPS, SPS). Les copépodes en question sont parasites et se développent au dépend de leur hôte, fixés sur le tégument (ectoparasites) par des crochets et/ou ventouse, ou plongés dans les cavités gastrovasculaires (endoparasites). Ils se nourrissent directement ou par l’intermédiaire de pièces buccales qui peuvent s’allonger en trompe suceuse ou piqueuse. Bien moins fréquents que les nudibranches, on en trouve sur les Acropora (red bug, black bug, white bug) tels que Tegastes acroporanus et Alteuthellopsis caorallina et moins fréquemment sur Stylophora, Pocillopora et Seriatopora. Ils s’attaquent aux tissus et aux polypes des coraux hôtes. De petite taille de quelques dixièmes de millimètres, ils sont invisibles à l’œil nu. On détecte leur présence par la décoloration et la perte de tissus source de stress.
• Isopodes et amphipodes : moins communément, certaines espèces parasitent également les coraux.
• Araignée de zoanthus : ce sont des chélicères, proche des araignées, mesurant quelques millimètres, à corps plat segmenté, dotés de quatre paires de pattes. Ils vivent près du littoral. La plupart sont carnivores et mangent éponges, coraux, anémones… aspirant les tissus avec leur trompe ou arrachant des petits morceaux avec leurs pinces chélicères.
• Protozaires : ces microrganismes sont essentiellement des prédateurs opportunistes, profitant de l’affaiblissement induit par une infection bactérienne. Par exemple : Helicostoma nonatum est associé à la maladie de la gelée brune, Pseudomicrothorax à des nécroses et Philaster sp. s’observe dans les nécroses rapides (RTN) des coraux durs.
• Dinoflagellés : ils affectent les coraux par leur présence, certaines espèces libérant des toxines dans leur environnement. L’envahissement est alors global et le bain ne sera pas la solution ultime, seulement un moyen de traiter un corail que l’on souhaite isoler de l’invasion générale.
• Champignons : des aspergiloses, actuellement non observées en aquarium, affectent régulièrement des octocoralliaires dans les Caraïbes, notamment les gorgones Gorgonia flabellum et G. ventalina.
• Polychètes : ces vers annélides (segmentés en anneaux) sont des prédateurs errants. Ils disposent d’une trompe dévaginable pourvue de puissantes mâchoires chitineuses. Leur action prédatrice s’exerce par taraudage, par ingestion de polypes ou encore par perforation des coraux dans lesquels ils creusent des tunnels. Les Hermodice spp. et Eunice spp. bien connu des aquariophiles s’attaquent aux coraux scléractiniaires, aux anémones mais aussi aux octocoralliaires (coraux cuir, nephtéidés…).
• Anémones : par exemple les Aiptasia peuvent proliférer au point de stresser le corail.

Différents parasites des coraux

Copépode d’Acropora de 0,4 mm.

Source : Coral Ever After

Planaire d’acropora Amakusaplana acroporae, peu visible sur les tissus vivants.

Source : Sg Reef Club

Nudibranche de Montipora Phestilla subodiosus, et ses œufs à la lisière des tissus.

Source : Captiv aquatics blog

Araignée de Zoanthus ≈ 3-4 mm.

Source : inconnue

Les escargots Duprella augmentent la pression sur des coraux affaiblis.

Source : theconversation

1.3. Maladies bactériennes

Une infection bactérienne se traduit par des nécroses tissulaires, lentes (STN) ou rapides (RTN), de la geléee brune ou d’autres formes de dégradations (maladie de la bande blanche, bande noire…). Ces infections sont parfois aggravées par des microorganismes.
À l’heure actuelle, nous n’avons pas d’information sur des infections virales.

Les bactéries pathogènes sont le plus souvent le vecteur d’aggravation d’un affaiblissement lié à un stress. Elles se fixent à la surface des cellules hôtes, colonisent, pénètrent les tissus, dégradent les membranes cellulaires, inhibent les cellules immunitaires, se multiplient, produisent des toxines provoquant une inflammation des tissus coralliens et se propagent… La maladie s’est installée.

Des microorganismes opportunistes tels que des protozoaires, Philaster lucinda dans les RTN, amplifient et accélèrent la progression de la maladie au point de devenir virulente et anéantir un massif en quelques heures. Pour cette raison, le traitement par des bactéries probiotiques peut être amélioré par une désinfection préalable des zones lésées.

1.4. Invasions algales

Les algues génèrent des stress par contact des tissus corallien. De plus, dans leur lutte chimique allélopathique pour l’espace, elles libèrent des substances toxiques de nature à agresser le corail et dégrader ses tissus, une autre source de stress qui affecte sa résistance. Les traitements consistent à atteindre les cellules algales, contribuant à leur mort et, par exemple, à nettoyer un support de bouture.

Il peut s’agir d’algues de toutes sortes : des algues vertes filamenteuses, des Valonia incrustées dans la roche, des formes gazonnantes peu accessibles, des algues brunes solidement fixées aux roches…

1.5. Supports malsains

Un support rocheux colonisé par des organismes divers potentiellement concurrents (éponges, Aiptasia, concrétions…) pour rendre au corail un espace sain non stressant.

1.6. Cicatrisation de lésions

Le corail a pu subir un choc, un poisson a peut-être dégradé une zone tissulaire pour y déposer ses œufs, des organismes colonisent l’espace dégagé… Un traitement activera la cicatrisation et pourra contribuer à une reprise plus rapide.

1.7. Revitalisation du corail

Préventivement, des aquariophiles pratiquent des traitements avant qu’un spécimen montre des signes de faiblesse. Le traitement est réalisé à l’arrivée du corail avant sa mise en quarantaine, mais aussi dans le cadre d’un post traitement de désinfection. On peut utiliser des bactéries probiotiques pour renforcer la lutte contre les pathogènes, ainsi que des additifs (oligoéléments, vitamines…) contribuant à renforcer la santé du corail et ses fonctions immunitaires.

2. Produits de traitements

2.1. Composants basiques

L’aquariophile souhaitant connaitre exactement ce qu’il utilise privilégiera des composants de base dont il pourra ajuster les dosages selon ses observations. Le tableau 1 cite quelques produits pour atteindre les buts suivants :

• Déparasitage : ils sont variés et incluent généralement les plathelminthes (vers plats d’Acropora (AEFW), les nudibranches de Montipora, les copépodes d’Acropora rouges et noirs (bugs) et certains protozoaires tels que le cilié Philaster sp. associé aux nécroses rapides (RTN).
• Traitement de nécroses tissulaires (TN) : le traitement peut être désinfectant et agir sur les bactéries pathogènes à l’origine de nécroses tissulaires lentes (STN), la gelée brune sur LPS et d’autre infections liées à des lésions physiques.
• Eradication d’algues : le produit peut agir sur les cellules de nombreuses algues, contribuant à nettoyer le squelette dégarni ou un support de bouture.
• Vitalisant du corail : l’action de désinfection peut traiter curativement les tissus ou préventivement sur les parasites, des bactéries probiotiques peuvent renforcer la lutte contre les pathogènes… améliorant dans tous les cas la santé et la résistance des coraux.

2.2. Formules commerciales

Le commerce propose une grande variété de formules prêtes à l’emploi. Le tableau 2 en cite quelques-unes. Les compositions et les modes d’actions n’étant pas connus, consulter les recommandations de dosages et durées avant tout traitement. Il est essentiel de suivre attentivement les indications pour éviter tout stress excessif ou dommages aux tissus des coraux.

3. Mode opératoire de trempage

3.1. Précautions préalables

Les coraux peuvent être plus ou moins sensibles à certains composants. Si des composants ont largement fait leurs preuves d’autres, notamment ceux issus de plantes, méritent de plus amples confirmations. Dans le doute, il convient de toujours rester prudent et de procéder par étapes :

• Tester sur des échantillons du corail.
• Commencer avec des concentrations faibles.
• Augmenter les doses progressivement.
• Surveiller la réaction du corail.
• Limiter la durée du bain (en général de 3 à 10 minutes) sauf indications approuvées.

3.2. Consignes de sécurité

• Réaliser les bains à l’écart de l’aquarium ou du bac de quarantaine.
• Ne pas verser le bain dans l’aquarium en cas de doute.
• Ne pas ingérer les produits.
• Se protéger des projections (yeux, muqueuses…).
• Tenir et stocker à l’écart des enfants.
• Ne pas réutiliser la solution. Son principe actif a diminué et pour ne pas polluer.

3.3. Réalisation d’un bain désinfectant ou revitalisant

Source : Reef Addicts

1. Pré-nettoyage : préalablement, au-dessus ou dans un récipient rempli d’eau de l’aquarium, retirer tous les macroorganismes qui seraient indésirables (ex. algues, vers…), de quelconque manière (scalpel, brossette, cure-dent…).
2. Prélever l’eau de l’aquarium : dans le récipient propre destinée au bain de traitement.
3. Doser la solution : incorporer le produit dans le bain au ratio adéquat ci-après, puis homogénéiser.
4. Tremper le corail : totalement dans la solution.
5. Surveiller : le comportement du corail, contraction des polypes, dégagement de bulles…
6. Nettoyer : les zones inaccessibles des tissus avec une pipette, et les supports rocheux à la brossette.
7. Durée du bain : selon le produit de traitement ci-après.
8. Rincer le corail à l’eau de mer propre issue de l’aquarium, l’agiter légèrement pour éliminer tout résidu chimique de produit.
9. Traitement probiotique : compléter éventuellement par un traitement avec des bactéries probiotiques.
10. Replacer le corail dans le bac principal ou le bac de quarantaine afin de poursuivre l’observation et, si besoin, le traitement.

3.4. Réalisation d’un bain probiotique

Le bain probiotique augmente les chances pour les bactéries d’atteindre le corail et de se fixer dessus. Après avoir introduit les bactéries, immerger le spécimen, idéalement durant au moins 6 heures le
temps que les bactéries s’installent sur le corail et dans sa cavité gastrique. Le bain peut consister en une culture préalable de bactéries multipliées selon le protocole détaillé dans l’article Traitement probiotique de nécroses coralliennes.

4. Produits de trempage en bains

4.1. Chlorure de potassium KCl

Ce traitement s’est développé ces dernières années dans le monde récifal après des expérimentations scientifiques et des témoignages positifs. Il combine efficacité et sureté, sans présenter de grand risque pour les coraux. Une étude (1) très récente témoigne de l’efficacité de bains à 1,5 % (15 g/l) pour éradiquer en 90 secondes, sur Goniopora, le cilié (Philaster lucinda) responsable de RTN. À concentration identique, elle révèle la même efficacité que l’eau oxygénée, sans l’agressivité de cette dernière. Par ailleurs une autre étude (2) montre un champ plus large d’actions de KCl par rapport à NaCl face aux bactéries pathogènes observées dans la préservation d’aliments. À l’achat, on choisira un produit de pureté 99 %. Notons que Polylab Reef Primer coral dip utilise des sels de potassium.

Ce traitement s’avère plus efficace avec un spectre plus large et moins risqué que l’insecticide Bayer Advanced Insect Killer parfois préconisé outre-Atlantique contre les copépodes, mais à l’usage controversé. Je n’en dirai pas plus.

Protocole :

• Traitement de parasites : bain de 5 mn à 4 g/l (soit 0,4% ou 4000 mg/l). Les coraux les plus sensibles (Acropora lisses, LPS) sont préservés. Ce dosage recommandé est efficace contre les plathelminthes, vers plats d’Acropora (AEFW), nudibranches et planaires. Les microcrustacés tels que les copépodes parasites d’Acropora (red bug, black bug et white bug), semble nécessiter une concentration plus élevée 5 mn à 10 g/l en renouvelant les bains tous les 3 à 5 jours durant plusieurs semaines.
  Par contre il n’affecte pas les oeufs des parasites. Pour les éradiquer, il est nécessaire de couper les branches dans une zone saine avant traitement, ou bien recommencer le traitement toutes les semaines durant 8 semaines.
• Traitement des TN : bain de 5 mn à 15 g/l. Les coraux ne sont pas affectés par ce dosage plus important. D’ailleurs, Polylab préconise d’utiliser le Reef Primer coral dip contenant des sels de potassium, à une concentration de 12 g/l en bain de 5 mn.

4.2. Bétadine

La Bétadine (flacon jaune) est une solution de povidone iodée à 10 % dans de l’eau (soit 1 % d’iode libre actif). La povidone est un polymère qui libère progressivement l’iode, réduisant ainsi son caractère irritant et prolongeant son action antiseptique. Le large spectre de cet antiseptique la rend plus efficace que d’autres formes d’iode. Agent oxydant elle agit sur les membranes cellulaires des microorganismes, entraînant leur mort.

La bétadine a largement fait ses preuves pour désinfecter le tissu du corail et stopper la propagation d’infections bactériennes, voire des champignons, des virus, des protozoaires causes de RTN, et d’autres microorganismes. Son action rapide permet de traiter dans l’urgence des coraux fragilisés. De part sa composition, la bétadine adhère bien aux tissus du corail durant le bain, augmentant son efficacité antiseptique sur les zones infectées. Cependant elle peut être irritante pour certains coraux délicats. Il convient de l’utiliser avec parcimonie notamment sur les coraux aux tissus peu épais (coraux durs SPS). Le commerce propose des compositions iodées telles que Seachem Reef Dip, Tropic Marin Pro Coral Cure prêtes à l’emploi.

Protocole : La bétadine 10 % s’utilise en dosage 5 à 10 ml/l d’eau issue de l’aquarium (0,5 à 1 %), en bain de 5 à 10 minutes. Dans un cadre curatif, on préconise de suivre ce traitement par un bain de probiotiques pour maximiser les chances de guérison et le rétablissement rapide.

4.3. Lugol

Il s’agit d’une solution d’iode et d’iodure de potassium dans l’eau. De concentration plus élevée que la bétadine, et sous forme libre, son action est plus rapide et puissante que celle de la bétadine. Mais plus irritant, il peut endommager les tissus si utilisé à des concentrations élevées ou de manière prolongée. Le Lugol est utilisé pour ses propriétés antiseptiques contre les bactéries, les algues indésirables et potentiellement, certains les protozoaires. Les effets à long terme des traitements ne sont pas bien connus. Une étude (7) a cependant déterminé que le lugol n’a pas d’effet néfaste sur la croissance corallienne.

Il existe des solutions commerciales prêtes à l’emploi, mais aux concentrations variées. Il faut s’en tenir aux recommandations du fabricant pour son produit.

Préparation du lugol

Dans le cadre d’une prophylaxie, on utilise généralement une concentration à 5 %. C’est à dire 100 millilitre d’eau osmosée, 10 grammes d’iodure de potassium KI et 5 grammes de diiode I2 en cristaux.

Étapes de la préparation

1. Verser environ 30 ml d’eau distillée dans la bouteille en verre ou plastique (PP, PET…) opaque, pour préserver sa stabilité.
2. Introduire 10 gramme d’iodure de potassium et agiter pour dissoudre. L’iodure de potassium aidera l’iode à se dissoudre dans l’eau.
3. Ajoutez 5 g de diiode I2 en cristaux dans la solution.
4. Compléter avec le reste de l’eau distillée jusqu’à atteindre 100 ml et mélanger doucement jusqu’à dissolution complète.
5. Stocker la solution dans un endroit sombre et frais.

Protocole : 5 à 10 gouttes de Lugol par litre d’eau de mer en bain de 5 à 15 minutes. Surveiller l’action sur le corail. S’il s’éclaircit, stopper immédiatement. Réaliser un seul bain pour une prophylaxie avant l’introduction d’un nouveau corail. En cas d’infection, selon la gravité renouveler le bain une à deux fois par semaine. Les coraux mous et certaines espèces de SPS comme les Acropora sont particulièrement sensibles. ⚠️ ne pas dépasser la durée recommandée et éviter les bains fréquents.

4.4. Eau oxygénée

L’eau oxygénée est depuis longtemps utilisée pour aseptiser et désintégrer la matière organique. Tout est question de concentration. A très faible dosage elle permet de désinfecter les tissus d’un corail. A plus forte concentration elle agit sur des microorganismes, voire des parasites plus grands. On peut ainsi traiter un support avec son corail pour éliminer les algues, et avec elles la microfaune en place. Inutile de rappeler que l’usage du peroxyde d’hydrogène H₂O₂ peut être agressif (pour l’homme et les organismes), et se réalise en suivant scrupuleusement les consignes d’utilisation.

L’article Peroxyde d'hydrogène en aquariophilie récifale permet de mieux comprendre et d’appréhender ce produit si décrié. Il précise les protocoles notamment les durées et les dosages avec H₂O₂ 10 vol (3%) dilué avec l’eau issue de l’aquarium selon l’usage souhaité. Appliquer strictement les préconisations selon le cas d’utilisation.

Protocole de base :

• Coraux peu résistants (Acropora…) ≈ 10 ml/l durant 5 mn.
• Coraux moyennement résistants et leurs supports (algues…)  ≈ 100 ml /l durant 5 mn.

4.5. Extraits naturels de végétaux

Certains extraits naturels de plantes, de feuilles, de fruits, d’agrumes… sont utilisés lors de traitements en bain ou dans l’aquarium, principalement pour leurs propriétés antimicrobiennes, antifongiques et antiparasitaires. Peu utilisés en aquariophilie récifale, les méthodes sont encore confidentielles, avec des effets généralement moins radicaux que des traitements antibiotiques ou chimiques agressifs. Cependant, elles offrent une alternative pour traiter les coraux de manière douce et naturelle. D’ailleurs certaines marques aquariophiles en commercialisent déjà.

Certains composants de ces extraits naturels s’avèrent très actifs. Compte tenu du manque de recul, la prudence s’impose et il convient particulièrement ici de respecter les précautions préalables et les consignes de sécurité évoquées ci-dessus. Parmi ces extraits végétaux on peut trouver :

• Hamamélis (Hamamelis virginiana) : c’est une plante connue pour ses propriétés astringentes, antibactériennes, anti-inflammatoires et antioxydantes, grâce à des composés actifs comme les tanins, les flavonoïdes et l’acide gallique. En aquariophilie récifale, l’hamamélis est employé pour des traitements de bain doux destinés aux coraux. Son utilisation spécifique pour traiter les parasites ou les infections coralliennes est peu documentée.
  Protocole : l’hamamélis s’utilise aux US en bain de 30 mn dans 10 ml/l; Ce dosage est établi spécifiquement avec le produit TN Dickinsons, Wich Hazel Astringent étiquette bleue, un distillat d’hamamélis pur à 14 % d’alcool. Tout autre produit impose de confirmer ces préconisations.
• Extrait de pépins de pamplemousse (Citrus paradisi) : Antibactérien, antifongique, antiviral et antioxydant. Il contient des composés bioactifs comme la naringine et la limonine, efficaces contre certains types de bactéries et de champignons. Il est plutôt utilisé comme désinfectant en traitement d’accueil des boutures.
  Protocole : ajouter1 à 2 gouttes pour 1 litre issue de l’eau du bac pour un bain d’environ 5 à 10 minutes.
• Extrait de thym (Thymus vulgaris) : Le thym contient des composés antimicrobiens puissants, notamment le thymol et le carvacrol, efficaces contre les pathogènes et certains parasites.
  Protocole : Une faible concentration est conseillée soit 1 à 2 gouttes par litre d’eau de mer durant quelques minutes.
• Huile essentielle d’arbre à thé (Melaleuca alternifolia) : l’huile de tea tree, réputée pour ses propriétés antiseptiques et antifongiques, permet de lutter contre les infections bactériennes et fongiques.
  Protocole : En très faible dose 1 à 2 gouttes pour 1 litre d’eau de mer en bain de 5 minutes.
• Extraits végétaux divers : l’aquariophilie récifale a très tôt été attentive aux traitements à base de produits naturels et s’appuie sur les pratiques avancées en aquacultuire. C’est le cas de l’huile essentielle d’arbre à thé. Dautres composés sont testés de manière plus ou moins confidentielle sur les coraux. Citons l’algue brune (Ascophyllum nodosum) riche en composés bioactifs immunostimulants, l’eugenol extrait principalement du clou de girofle (Syzygium aromaticum) pour ses propriétés antiseptiques, analgésiques et anti-inflammatoires, des composés de l’Aloe vera pour leurs propriétés anti-inflammatoires et cicatrisantes et l’extrait de neem, un arbre originaire d’Inde Azadirachta indica, pour contrôler les infections bactériennes et fongiques et immunostimulant. Certains de ces produits ne peuvent être utilisés de manière inconsidérée. Très actifs, il sont dosés à la goutte près. Nombre d’autres extraits ont également été testés (extrait de pépin de raisin, jus d’ail…) moins efficaces ou sans effet.

4.6 Bactéries probiotiques

L’utilisation des bactéries probiotiques, bénéfiques en de nombreux aspects pour le corail, est en général réalisé en soutien d’un premier traitement destiné à éradiquer ou réduire des parasites opportunistes et désinfecter les plaies. Les bactéries viennent ensuite dans le cadre de la reconstruction des tissus, les défenses immunitaires, et l’occupation du terrain occupé par les pathogènes.

Protocole : Ce sujet est largement abordé dans l’article Traitement probiotique de nécroses coralliennes. On y trouvera tous les détails relatifs aux produits utilisés tels que Microbe lift Special Blend ; Prodibio Biodigest ; Tropic Marin Nitribiotic… le protocole et les dosages

4.7. Acides aminés, vitamines et oligoéléments

De la même manière que les bactéries, ces éléments servent au métabolisme du corail, notamment à la reconstruction tissulaire. Il est intéressant de tremper les coraux dans un bain concentré de manière à assurer la disponibilité des éléments au corail lui-même. Il s’agit de produit commerciaux tels que: Red Sea Coral Colors, Brightwell Aquatics Coral Amino et Replenish, Tropic Marin A- Elements et K+ Elements.

4.8. Permanganate de potassium KMnO₄

Le permanganate de potassium a été testé contre les nudibranches de Montipora par Eric Borneman (4).

Protocole : Eric Borneman relate l’éradication en un seul traitement, des adultes et des œufs en bain de 2 h maximum (voire moins) dans 50 mg/l. Le corail brunit mais retrouve sa couleur d’origine quelques heures plus tard.

4.9. Méthode KFC

Ce traitement décrit par Kung Fu Corals (5), utilisé pour traiter des Euphyllia s’avère relativement lourd. Il exploite les conclusions d’études utilisant des antibiotiques pour traiter des cas de nécroses tissulaires sur des SPS en le complétant par d’autres actions. Il est d’autant plus complexe que les antibiotiques cités ne sont délivrés en France que sur ordonnance médicale.

Protocole : La méthode se déploie en plusieurs étapes : désinfection du corail dans un bain de peroxyde d’hydrogène H₂O₂ 3% (10V). KFC préconise 5-10 mn à 8-10 ml/l (0,8 à 1 %), suivi d’un second bain de 2 à 6 heures contenant des antibiotiques (amoxicilline, ciprofloxacine), désinfectant (lugol) et un antioxydant (Chemiclean), en terminant par une seconde désinfection similaire à la première. Ne sachant pas retranscrire clairement ce protocole, par ailleurs susceptible d’évoluer, je laisse le soin de consulter le site.

Bons traitements, beaux coraux !

En savoir plus

1. Effects of Ciliate Infection on the Activities of Two Antioxidant Enzymes (SOD and CAT) in Captive Coral (Goniopora columna) and Evaluation of Drug Therapy
2. Growth and Cell Morphology of Listeria monocytogenes as Affected by Various Concentrations of NaCl and KCl
3. Ciliate and bacterial communities associated with White Syndrome and Brown Band Disease in reef-building corals
4. Two Potential Molluscicides Useful Against Pest Aeolid Nudibranchs Common on Species of Montipora in Aquariums – Eric Borneman – Reefkeeping.com
5. The KFC Dip – A game changer in keeping healthy Euphyllia
6. Effects of Disease Treatments on Captive Coral Health
7. Common aquarium antiseptics do not cause long-term shifts in coral microbiota but may impact coral growth rates

Images liées:

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1. Cahier des charges

La technologie LED s’impose, compte tenu de ses avantages :  efficacité énergétique, longévité, cout de maintenance, légèreté, encombrement, personnalisation…)

• Besoin des coraux
  • Spectre lumineux : celui nécessaire à la photosynthèse soit le Rayonnement Photo-synthétiquement Actif (PAR)
  • Densité photonique et spectre : pour un biotope représentant la pente récifale, depuis des fonds de 15 mètres à la crête récifale, pour une population de coraux mous (octocoralliaires) aux dur (SPS, LPS)
  • Eclairage temporaire excitant la fluorescence des coraux.
  • Lune : éclairage lunaire pour la tranquillité des poissons la nuit
  • UV : pour exciter des pigments particuliers
• Besoins de l’aquarium
  • Adapté aux dimensions : 180 x 90 x 65 cm (1000 litres).
  • Notamment sa hauteur 65 cm et 63 cm de profondeur d’eau.
• Besoins de l’aquariophile
  • Pratique :
    • Réglable en hauteur pour ajuster la hauteur de la source de lumière, introduire de gros volumes (PV, piège à poisson…).
    • N’encombrant pas les accès au quotidien (nettoyage, interventions).
    • N’éclairant pas en dehors de l’aquarium et les vitres le moins possible.
• Pilotable à distance (Smartphone).
• Réglage des lumières :
  • Ensemble de la rampe : la photopériode avec variation possible de l’éclairement au changement de journée.
  • Localement : orientation de la source de lumière, spectre et puissance lumineuse avec une marge supérieure de réglage pour tenir compte des inconnues.
• Sécurité électrique : éclairage si dysfonctionnement sur le réseau d’habitation.
• Esthétique : pas trop massive comparativement aux anciens HQI, dans l’esprit du meuble de l’aquarium, sans câble visible issu du plafond ou d’ailleurs.

2. Conception et choix techniques

2.1. Production de lumière

Les simulations de puissance, spectre lumineux et répartition ont été réalisées avec les géniaux modules de calcul d’éclairage Angles, Led wizard et Cree power RV Reef tool.

Répartition de l’éclairage

10 spots paraissent un compromis pour éclairer toute la surface (figure 1) à moindre coût et complexité, tout en conservant une lumière pas trop diffuse, de type rayons du soleil. Un éclairage par spot permet de proposer une lumière adaptée en puissance et spectre bleu/blanc sur sa zone éclairée. Les spots sont légèrement inclinés vers l’intérieur (figure 2) pour ne pas éclairer inutilement l’extérieur, ni les raidisseurs et peu les vitres.

Spectre lumineux

L’objectif de simuler une profondeur jusqu’à 15 mètres en mer correspond à une température de couleur réglable de 6500 à 20000K. La simulation oriente vers un mélange de LED blanc froid 6500K et bleu 450 nm. La profondeur moyenne 6 mètres correspond à une température de couleur 12000 K soit une proportion 60% de bleu et 40% de blanc comme le montre la figure 4. Ce spectre couvre l’étendue des longueurs d’ondes nécessaires à la photosynthèse (PAR) de 400 nm bleu à 700 nm rouge (figure 3), et à l’excitation des divers pigments notamment pour faire la ressortir la fluorescence. Le choix de conserver un spectre étendu et non pas spécifiquement très bleu est également motivé par le fait que des invertébrés, autres que les coraux photosynthétiques, ont peut-être des exigences différentes. J’ai tenté de simuler l’éclairement du soleil dans la profondeur souhaitée.

Quantité de lumière

Pour répondre à l’ensemble des coraux hébergés l’objectif de densité de Flux Photonique Photosynthétique (PPFD) est fixé à 100 µmol/s/m² dans les parties basses, à 500 µmol/s/m² à la surface. Compte tenu d’une marge de 20 % intégrant les incertitudes diverses, l’objectif est théoriquement atteint avec 10 spots de 60 W et donc une rampe de 600 W. Pour ce, les LED sont choisies pour fonctionner à une puissance électrique de 3 W comme on le verra.
Soyons clairs, le PPFD ne représente que la densité de photons et en rien l’énergie reçue par les organismes, laquelle dépend aussi de la longueur d’onde du photon considéré. Observons la figure 4. La surface cumulée des courbes 1 et 2 représente la couverture photonique du canal blanc. La surface 6, celle du canal bleu. Cette dernière est certes moins importante mais elle concerne les ondes bleues plus énergétiques. Il est fort probable que tout mesuré, la production d’énergie soit finalement très similaire entre le canal bleu à 100 % et le blanc à 100 %.

Choix des caractéristiques de la lumière

2.2. Composants de l’éclairage principal (spots)

Multiships

Cette puissance aurait pu être obtenue avec 200 LED unitaires avec le double de soudures et un enchevêtrement de fils. Ca tombe bien, le désir de réaliser des spots permet d’utiliser des assemblages de puces (chips) : les multichips. Pour un meilleur mixage des couleurs, chaque spot délivrera les couleurs blanche et bleue. Le multichip 60 W sera donc constitué de 2 lignes pilotées indépendamment l’une de l’autre, chacune de 10 LED de 3W. Soit une source de 30 W bleu et une autre de 30 W blanc. Le multichip est donc constitué de 20 puces LED réparties spécifiquement (figure 5). N’étant pas disponible sur le marché européen, notre ami Ali a bien voulu m’en réaliser sur mesure (figure 5). Ouf, je vois qu’à la rédaction de cet article le tarif a pris 30 % en 3 ans !
Les puces sont des Cree XPG3 6500K (blanc) et Cree XTE Royal blue 450nm (bleu). La tension mini. de déclenchement d’une puce est environ 3 volts. Ces références acceptent un courant de 1,5 ampère elles fournissent alors environ 4,7 watts. Mais je les utiliserai en deçà de leurs possibilités, soit avec un courant 1 A. Elles produiront alors chacune une puissance de 3 W, soit 60 Watt par spot. Le compte est bon.

Refroidissement

Un tel assemblage de 20 puces chauffe énormément, d’autant plus qu’elles sont rapprochées. La chaleur dégagée à leur base doit être évacuée rapidement au moyen d’un dissipateur. Le dimensionnement du dissipateur se calcule selon qu’il s’agit d’un modèle passif ou refroidi par un ventilateur (ventirad). N’ayant pas assez de recul sur les derniers modèles performants, passifs, à aiguilles, j’ai opté pour des Ventirad 80x68x40 (figure 7) adaptés à ces puissances. Le ventilateur assez bruyant a été remplacé par un modèle plus silencieux Arctic F8 PWM (figure 8) 12V, 0,3 Sone, 22,5 dB, 80 mm, 2000 t/mn, 47m3/h, environ 0,2 A. Et PWM, c’est à dire avec un fil supplémentaire pour les dimmer (varier la puissance) par microprocesseur.

Optique

Lors des premiers tests, les lentilles de 40 mm de piètre qualité s’avèrent générer des distorsions lumineuses. Je les ai remplacées par de plus grandes lentilles 67 mm 90°. L’angle de diffusion est un point important : trop petit il peut générer des points chauds et brûler les coraux. Trop grand on perd l’effet spot. 90° s’avère un minimum pour obtenir certaine diffusion. Les mesures au quantum-mètre on révélé un faisceau "spot" plus directif que souhaité. En effet, les mesures de la PPFD entre deux sources d’éclairage diminuent assez vite. Aujourd’hui je viserais probablement 120°.

Alimentation électrique

Par sécurité, les canaux (bleu et blancs) de l’éclairage sont répartis sur deux alimentations, elles même sur deux lignes indépendantes avec chacune un disjoncteur modulaire 10A dédié et des interrupteurs différentiels 30 mA. Le montant métallique est relié à la terre. La conception de la rampe interdit sa chute dans l’eau de l’aquarium.

La tension d’alimentation de chaque puce est cruciale. Elle doit être juste suffisante pour atteindre le seuil de déclenchement de la puce en dessous duquel elle ne s’allume pas, et ne pas trop s’en éloigner sous peine de destruction rapide. La marge est très faible, aussi il est d’usage de réguler le courant plutôt que la tension. On choisit donc des alimentations à courant constant.
Chaque alimentation sert 10 canaux, chacun sous 3 volts. C’est à dire 30 volts auxquels il faut ajouter 10 % pour compenser les pertes du circuit (longueur des câbles…), soit 33 volts. Chaque canal est constitué de 10 puces LED auxquelles il faut fournir 1 ampère, soit 10 ampères. Mon choix se porte sur deux alimentations 36V 10A 360W (figure 10) ventilées, à courant constant. Ces alimentations proposent une vis pour un léger réglage de la tension que l’on peut ajuster à 33 V en cours de fonctionnement. Plutôt que des modèles haut de gamme, je choisis des références asiatiques cinq fois moins chères, je peux ainsi acquérir un modèle supplémentaire pour réagir instantanément en cas de panne. Avec le recul ce choix s’avère satisfaisant. Le ventilateur de refroidissement de ce type d’alimentation est cependant bruyant, il convient de les déporter dans un local technique à un emplacement aéré. Simple prise de précaution, j’ai rajouté un ventilateur de PC 12 V sur programmateur pour mieux les aérer en période estivale.

L’alimentation délivre certes un courant constant de 10 A, mais il se répartit sur 10 lignes de 1 A. Pour les raisons ci-dessus le courant de 1 A doit lui aussi être régulé. Pour ce, on utilise un driver 1000 mA. Comme il me permettra de piloter la puissance des spots et qu’il sera soudé sur une carte, je choisis le modèle driver Meanwell LDD 1000H (figure 11) dimmable en PWM par µprocesseur avec cosses soudable.

Choix des composants.

2.3. Lignes lune et UV

Deux lignes supplémentaires sont dédiées aux UV et à l’éclairage lunaire. Les LED UV 420 nm 3W et les LED bleues 450 nm (figure 12) sont toutes deux pilotées en puissance sur sortie PWM de l’Arduino. Elles sont basées sur le même principe de calcul, avec des alimentations édaptées. Les choix et le câblage sont détaillés dans le schéma électrique (figure 22).

3. Réalisation de la rampe

3.1. Support de rampe

Le support est réalisé en tubes carrés soudés en deux parties. La partie supérieure en tube 30 mm soutient la galerie. La partie inférieure consiste en 2 tubes de 40 mm, fixés par des pattes soudées, sur les pieds du meuble, dans lesquels coulissent les montants verticaux de la partie supérieure. Des goupilles insérées dans les perçages des montants, tous les 5  cm, déterminent la hauteur de la galerie. Le support est percé de deux lumières d’entrée et de sortie des câbles électriques circulant dans les tubes. Le métal est protégé par deux couches de peinture antirouille.

Eléments du support de rampe

3.2. Galerie d’éclairage

Il s’agit d’un coffre, ouvert en partie haute pour une meilleure aération, fixé sur le cadre horizontal métallique. Ses dimensions sont inférieures de 10 cm à celles de l’aquarium pour un accès plus facile au quotidien. La partie inférieure en contreplaque 8 mm est percée de 10 trous destinés au passage des spots.

3.3. Spots

Les multiships sont appliqués sur les dissipateurs avec un intercalaire de pâte thermique, conductrice. Par sécurité, j’ai préféré les visser plutôt qu’un collage moins fiable dans la durée. Les spots sont constitués de carters imprimés en 3D, légèrement inclinés de 17° vers l’intérieur du volume d’eau, dans lequel viennent se positionner les ensembles ventirads et optiques

Eléments du support de rampe

4. Automatisation de l’éclairage

4.1. Composants

L’automatisation s’appuie essentiellement sur des modules électroniques et une application pour l’interface opérateur/rampe :

• Carte µprocesseur : Arduino Mega 2560 pour ses nombreuses entrées et sorties et les diverses fonctions de pilotage, communication, gestion du temps…
• Module Wifi ESP-01 : pour les communications Wifi entre la rampe et un Smartphone
• Module horloge DS3232RTC : de mémorisation du temps.
• Thermocouple K : dans l’impossibilité de mesurer une température représentative au plus proche du multiships, le module thermocouple K a été remplacé par une gestion en fonction de la puissance lumineuse.
• App. Virtuino 6 : une application pour Android et IOS permettant la création d’écrans, l’interface de communication opérateur/rampe, et les protocoles de communication avec le processeur.

4.2. Programme et paramétrages

La programmation du microprocesseur Arduino utilise le langage Arduino basé sur C++. L’ensemble des programmes est disponible dans le dossier AquaEclairage.zip. Le code permet d’adapter de nombreuses variables personnelles dont l’adresse et le mot de passe box Wifi.

Le programme permet les fonctions suivantes :

• Photopériode : paramétrage de 4 temps déterminant deux variations de puissance (augmentation et baisse de lumière) et deux plateaux (maxi et mini). Les variations sont possibles lors d’un changement de journée.
• Puissance (0-100%) et spectre (bleu-blanc) des spots : réglage de la puissance sur chaque canal (bleu/blanc), par paire de spot (5 paires de gauche à droite de la rampe).
• Refroidissement : paramétrage de l’éclairage mini déterminant la mise en route des ventilateurs et maxi pour la marche forcée.
• Modes : arrêt, manuel, pour des besoins spécifiques (observer, photographier), réglages (paramètres) et automatique (programme).
• Modes de communication : deux écrans via l’app. Virtuino 6. Un écran de paramétrage permet la programmation et les modes de mise à jour du programme (reset ou usine). Un écran de visualisation affiche les paramètres sélectionnés et la situation de certaines fonctions.
• Sauvegardes des paramètres actuels. Réinitialisation des paramètres opérateur (reset) ou par défaut (usine).
• Mise à l’heure : par connexion quotidienne avec un serveur de temps.
• Décalage fuseau horaire et heure d’été. : calculés selon la date et l’heure actuelle.
• Relance automatique après rupture du courant, avec les paramètres sauvegardés.

Ecrans de communication

5. Câblage électrique

5.1. Schéma de câblage

Le schéma suivant détaille les connexions des alimentations électriques et des modules électroniques.

5.2. Réalisation du câblage

Le câblage est un moment important. Il s’agit de produire une rampe qui fonctionne sans problème dans la durée. Il y a cent manières de réaliser un câblage, chacun choisit ses modes de connexions (vis, sertissage, soudure…) selon qu’il veut pouvoir démonter rapidement ou pas. Le bricoleur sait l’importance de réaliser de bonnes soudures. Une mauvaise soudure juste collée peut représenter des heures de recherche de panne quelques mois plus tard. Le fer à souder doit être adapté à la taille des éléments à souder (fil, composants…). Le stylo décapant facilite grandement le flux et l’adhérence. Tester chaque soudure mécaniquement et électriquement. Les composants en courant continu imposent des raccordements directionnels entrée + / sortie -. C’est bien entendu le cas des leds.

Assemblage de la galerie

6. Utilisation

Apparence, réglages, manipulations… correspondent à mes attentes. Les optiques s’essuient facilement, deux à trois fois par an. En 3 ans de fonctionnement j’ai dû déplorer une panne d’alimentation vite remplacée, et un faux contact : une soudure imparfaite qui me conduit à donner le conseil de toujours tester les soudures, électriquement et mécaniquement. Mon seul regret serait de ne pas avoir envisagé plus la solution de dissipateurs passifs. Certes, la vitesse des ventilateurs s’ajuste selon la puissance d’éclairage et ils sont souvent inaudibles, mais au plus fort de l’éclairement j’ai du mal à les oublier dans le calme de la maison.

Le principe de réglage indépendant des spots permet d’ajuster la puissance selon les zones et les coraux. J’avais prévu 20 % de marge. Les relevés au quantum mètre m’ont conduit à abaisser les puissances à 80 % du maxi. Le logiciel de simulation s’avère donc un excellent outil. de conception.

Indépendamment d’un budget plus réduit (le coût de cet éclairage 600 W est 600 € plus 150 € pour la potence), un système DIY est plus facile à dépanner. Si besoin, il permet d’ajouter ou de faire évoluer les sources de lumière. Certes, cela nécessite un investissement en temps et l’acquisition de connaissances qui font défaut. Bricoler s’avère toutefois un bon moyen d’étendre ses compétences.

Cette réalisation inspirera-t-elle peut-être un bricoleur ? Bon courage pour votre réalisation.

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1. Etat de la recherche sur les nécroses tissulaires (TN)

Source : Valerie J. Paul

On a longtemps évoqué des maladies tissulaires (TN) sous plusieurs terminologies (maladie de la bande blanche, peste blanche, maladie de la bande noire, brune ou jaune…). Leurs manifestations diffèrent quelque peu selon les zones d’apparition, la vitesse de progression, les couleurs du squelette ou des tissus, les agents infectieux (bactéries ou cyanobactéries). Il est maintenant admis que les nécroses tissulaires lentes (STN, Small Tissue Necrosis), qui se développent en quelques semaines, sont toujours le fait d’infections bactériennes et, avec les analyses génétiques, bien régulièrement le fait des mêmes pathogènes. Depuis les évènements de nécroses tissulaires dans les Caraïbes en 2014, on évoque de manière plus globale la maladie de la perte de tissu corallien (SCTLD Stony coral tissue loss disease), affectant plus d’une vingtaine d’espèces de coraux et causant la perte de grandes étendues coralliennes. A l’instar de ce que l’on nomme la STN en aquarium, la progression est relativement lente, mais dévastatrice. Les causes originelles sont multiples et toujours des stress affaiblissant le corail. Par exemple, de nombreuses épidémies sont associées à des températures élevées. Ces infections ouvrent encore plus la porte à des organismes opportunistes coupable des nécroses tissulaires rapides (RTN, Rapid Tissue Necrosis). De nombreuses études on porté leurs efforts sur des traitements à base d’antibiotiques (amoxicilline). Les résultats sont cependant mitigés, non durables et controversés, dans l’ignorance des effets collatéraux et la certitude qu’un antibiotique améliore toujours la résistance aux antibiotiques.

Une autre voie, appliquée dans d’autres domaines (médecine, aquaculture), a été étudiée pour traiter la SCTLD. Il s’agit de l’utilisation de bactéries probiotiques associées aux coraux, en mesure d’améliorer leur résistance aux maladies. On parle d’antagonisme bactérien (2). Une interaction dans laquelle une bactérie inhibe ou empêche la croissance d’une autre de différentes manières : par l’occupation physique de l’espace, la production d’antibiotiques et/ou la compétition avec des bactéries non résidentes pour les nutriments.

Une souche de la bactérie Pseudoalteromonas sp. (1) s’avère posséder une activité antibactérienne à large spectre, efficace contre les bactéries pathogènes associées à la maladie. Vibrio coralliilyticus et V. shiloi sont des pathogènes régulièrement observés dans les mucus lors les différentes épisodes de maladies. Velle-ci produit au moins deux antibactériens potentiels, la korormicine et le tétrabromopyrrole. Lors d’essais de laboratoire en aquariums, la souche a en effet stoppé ou ralenti la progression de la maladie sur une majorité de fragments de Montastraea cavernosa malades, et empêché la transmission de la maladie dans tous les cas. La souche constitue donc un traitement prophylactique directement efficace contre la SCTLD. C’est une alternative intéressante à l’utilisation d’antibiotiques.

2. En aquariophilie récifale

Pour mieux se familiariser avec le monde bactérien, je vous invite à lire l’article Bactéries en aquarium marin et récifal. Des études ont mis en avant l’efficacité d’antibiotiques contre les STN : l’ampicilline contre plusieurs souches de Vibrio sp. et la ciprofloxacine contre le pathogène Arcobacter sp., spécifique aux aquariums récifaux. Des utilisations en aquarium semblent traduites par des résultats encourageant, sans dommage collatéraux, ni apparente déstabilisation du système. Pour autant, les effets d’antibiotiques sur la population bactérienne de l’aquarium sont, par leur principe, inéluctables et imprévisibles sur le long terme. Ces traitements ne sont pas sans risques, considérant la difficulté à retraiter les effluents dans le réseau d’assainissement.

Ces études ont mis en évidence la cause probable des STN : des bactéries pathogènes (Vibrio vulnificus, V. coralliilyticus, V. shiloi, V. harveyi…), et des RTN : des parasites opportunistes, notamment le protozoaire cilié Philaster lucinda, prédateur des tissus coralliens. En toute logique, selon leurs modes d’action respectifs, le traitement des premiers ne devrait pas laisser les seconds s’exprimer.

La voie exploitant des bactéries bénéfiques, probiotiques, dans l’environnement immédiat des coraux malades pour traiter les nécroses est une approche novatrice et prometteuse.

2.1. Souches de bactéries probiotiques

On recherche ici plutôt des espèces en mesure de libérer des substances antibiotiques. Les bactéries attachées à une surface, qu’il s’agisse de détritus ou de surfaces biotiques, sont plus susceptibles que les bactéries libres de produire des antibiotiques. Par exemple 35 % sur 400 souches de bactéries de surface isolées d’algues et d’invertébrés dans les eaux écossaises présentent une activité antimicrobienne. De nombreuses souches produisent des anti-microbes, peu cependant agissent sur les pathogènes spécifiques aux coraux.

Le genre Pseudoalteromonas, s’avère produire des substances antibactériennes inhibant plusieurs bactéries (2), et s’est révélé efficace contre les nécroses coralliennes lors de tests en laboratoire. On n’en connait pas l’espèce. Il existe cependant d’autres probiotiques connus pour produire des substances antimicrobiennes en d’autres circonstances, sans toujours savoir sur quelles bactéries pathogènes elles agissent. Par exemple les bactéries marines Alteromonas spp., Halomonas spp., Ruegeria spp., Rhodopseudomonas palustris, voire Bacillus utilisés en aquaculture, ou Pseudomonas… Leur efficacité dépend des pathogènes en cause, et que l’on n’identifie pas toujours en aquarium.

Parmi les kits commerciaux disponibles pour l’amateur, très rares sont ceux qui nomment les souches présente. Espérons que les fabiquants proposeront bientôt des formules probiotiques en mesure de répondre au problème récurrent des STN/RTN en aquarium récifal. Selon les analyses initiées par des particuliers et communiquées sur le forum Bottle bacteria result du site Humble.Fish, Il semble que certaines marques contiennent un ou plusieurs genres de bactéries citées ci-dessus :

• Arka Microbe-Lift Special Blend (Rhodopseudomonas palustris).
• Hydrospace PNS ProBio (Rhodopseudomonas palustris).
• Prodibio Biodigest (Pseudomonas, Bacillus).
• Tropic Marin Nitribiotic (Bacillus subtilis), précisé dans la fiche technique.
• Brightwell MB7 (Bacillus, Ruegeria).
• Tim’s Eco-Balance (Bacillus).

Bactéries probiotiques commerciales.

2.2. Traitements probiotiques

2.2.1. Principes des traitements

Il s’agit ici d‘implanter des bactéries bénéfiques au sein du corail, visant à restaurer l’équilibre naturel de son microbiome pour une meilleure immunité et sa santé, ainsi que dans son environnement immédiat. On souhaite alors favoriser l’action des bénéfiques dans leur antagonisme avec les pathogènes sur plusieurs plans : supplanter ces derniers en occupant leurs niches écologiques, les inhiber avec des composés antimicrobiens naturels et, ce faisant, stimuler la régénération des tissus coralliens. Contrairement aux traitements par antibiotiques, les probiotiques n’encouragent pas le développement de résistance bactérienne.

2.2.2. Durée de traitement

L’implantation des bactéries dans l’environnement ou au sein du corail nécessite un certain délai qui dépend du type de bactérie probiotique, de l’étendue de l’infection et des conditions du traitement. Les durées évoquées sont variables, elles peuvent être de l’ordre de 2 à 6 heures en bains et de 24 ou 48 heures dans des conditions moins ciblées pour obtenir un impact significatif. Il est probablement possible d’augmenter les chances de fixation et de limiter le délai en bain en procédant à partir de cultures bactériennes préalablement cultivées en plus grande quantité. Ce sujet est développé dans Bactéries en aquarium marin et récifal.

2.2.3. Fréquences du traitement

Il faut surveiller attentivement la réponse du corail dès le traitement. Les nécroses peuvent être rapides et dans le meilleur des cas on pourra observer son ralentissement, voire son arrêt dans les 24 heures. D’une manière générale, on ne peut statuer sur la réussite du traitement qu’après plusieurs semaines, selon que des nécroses reprennet, ou pas. Des réintroductions périodiques de bactéries sont parfois pratiquées, indispensables ou pas, pour permettre aux bactéries de coloniser durablement le corail malade​

2.2.4. Protocoles de traitements

Il faut bien prendre conscience que le traitement probiotique des TN n’est pas une pratique répandue dans le monde de l’aquariophilie récifale. Il est d’ailleurs toujours en phase de développement dans le domaine de la recherche. Quelques pratiquants se forgent actuellement une expérience sans beaucoup communiquer. Cet article est publié, avec son lot d’incertitudes, pour promouvoir cette approche naturelle en espérant qu’elle s’avère efficace. Les retours d’utilisateurs sont évidemment les bienvenus pour évoluer vers des protocoles fiables.

Deux options s’offrent à l’aquariophile : celui de traiter l’aquarium dans son intégralité et le traitement en bains externes.

2.3. Traitement en bain externes

On a pu constater que les nécroses sont le plus souvent limitées à un seul spécimen. Il s’agit malheureusement d’une situation temporaire. En effet, la population pathogène semble se limiter à un massif corallien, tant qu’elle y trouve son compte. Une fois le corail desquamé, elle peut migrer sur la colonie voisine et ainsi, de proche en proche, décimer tous les coraux de l’aquarium.
Dans cette situation, il est peut être encore temps de traiter seul le corail infecté. Le pathogène est certainement toujours dans le milieu, mais à un niveau trop faible pour affaiblir les autres colonies. Un bain externe de la colonie permet de maximiser les chances de fixer plus rapidement les bactéries probiotiques sur le spécimen concerné. Le bain consiste à immerger le pied de corail affecté dans une solution contenant des souches bactériennes bénéfiques. C’est d’ailleurs la solution utilisée dans le cadre de recherches comparatives sur des associations probiotiques / pathogènes / coraux.

Ce bain annexe peut se réaliser à titre curatif, et également préventif dans un bac de quarantaine dédié à cet usage, avant toute introduction dans l’aquaium.

Le trempage antiparasitaire est il indipensable… je livre le protocole tel qu’il m’a été décrit.

Protocole en bain externe

1. Trempage (DIP) désinfectant, voire antiparasitaire : tremper le corail dans l’une des solutions suivantes réalisée avec de l’eau issue de l’aquarium. Les 3 premières sont les plus courantes :
   • Polylab Reef Primer coral dip (sels de potassium) : 5 mn dans 12 g/l (préconisation fabricant).
   • Chlorure de potassium (KCl) : environ 5 à 10 mn dans 4 g/l (préconisation utilisateurs).
   • Hamamélis : 30 mn dans 10 ml/l, ce dosage est établi pour le produit TN Dickinsons, Wich Hazel Astringent étiquette bleue.
   • Permanganate de potassium (KMnO₄) : 30 à 90 mn dans 50 mg/l.
   • Eau oxygénée 10 Vol : désinfectant des tissus 5 mn dans 10 ml/l (1%) pour les acropora. Consulter les dosages selon les différents objectifs de désinfection ou déparasitage pour plusieurs espèces de coraux Peroxyde d'hydrogène en aquariophilie récifale
2. Agiter et rincer à l’eau de mer.
3. Traitement bactérien en bain :
   • Préparer un récipient avec l’eau de l’aquarium.
   • Introduire la dose de bactéries, remuer.
   • Oxygéner au moyen d’un bulleur durant au moins 2 heures le temps que la population se développe un peu.
   • Immerger le pied durant au moins 6 heures le temps que les bactéries se fixent sur le corail.
4. Replacer le corail ainsi que le liquide du bain dans l’aquarium.

2.4. Traitements en bac communautaire

Il est fort probable que des bactéries pathogènes présentes sur un massif infecté le soient également dans son environnement et dans l’eau. Certes les coraux sains devraient être en mesure de lutter avant que l’infection s’installe. Dans le doute, on peut choisir de traiter le bac dans son intégralité, partant des principes que s’agissant de bactéries probiotiques il n’y a pas grand risque et, ce qui vaut pour un corail, vaut pour l’ensemble.

Protocole de traitement dans l’aquarium
Je fais part ici d’un protocole pratiqué aux US et commenté lors de communications personnelles. Il évoluera en fonction des expériences acquises.

L’idée est de réaliser une lutte globale sur un champ étendu : d’une part en traitant les supports et autres surfaces environnantes, et d’autre part en apportant simultanément au corail les probiotiques en mesure de l’aider dans sa lutte.

J’évoque l’utilisation atypique d’eau de javel. Elle éliminerait plus particulièrement les bactéries à Gram négatif qui constituent la plupart des pathogènes coralliens. Le dosage proposé a été maintes fois utilisé sans aucun dommage au point qu’il est poursuivi sur une semaine. Bien qu’en apparence innofensif sur le fonctionnement de l’aquarium et ce après plus d’un an, on peut comprendre quelques réticences à le mettre en oeuvre.

L’hamamémlis (angl. witch hazel) est également proposée. L’utilisation de cette solution d’extraits de feuilles et d’écorces de l’arbustre, dans de l’éthanol, est détaillée sur Reef Moonshiners. Ses effets sur la STN sont parfois positifs, parfois sans avis tangible.

Est- il possible d’appliquer la méthode sans désinfection par l’eau de javel ou l’hamamélis ? Nous le saurons plus tard. Je la livre donc telle qu’elle m’a été décrite.

• J1 à J7 Désinfecter l’aquarium durant 7 jours par l’un des moyens suivants :
  • Eau de javel, hypochlorite de sodium (NaClO) à 7,5 % : dans l’aquarium, en microdosage, toutes les 12 heures, l’eau de javel à raison de 0,83 ml pour 100 litres.
  • Hamamélis : introduire 5 ml/l d’eau de l’aquarium, le soir, dans la cuve technique. Ce dosage vaut avec le produit Wich Hazel Astringent étiquette bleue de TN Dickinsons.
• J1 à J7 Introduire les bactéries : dans la même période, chaque jour ajouter une dose de bactéries en intercalant environ 6 heures après un microdosage d’eau de javel.
• J8 à J14 Post traitement bactérien : la période précédente de 7 jours étant terminée, ajouter des bactéries dans les 7 jours qui suivent.

3. Mon expérience

Je n’ai encore rien à relater. Dans un premier temps je teste, avec Biodigest et Microbe-Lift Special Blend, un traitement en bain d’une souche de Pocillopora présentant quelques traces de nécroses STN qui reviennent épisodiquement.

Merci pour vos retour après d’éventuelles utilisations.

En savoir plus

• 1 : Chemical and genomic characterization of a potential probiotic treatment for stony coral tissue loss disease
• 2 : Antagonistic interactions among coral-associated bacteria
• Can probiotics save corals from a devastating tissue loss disease?
• Phage therapy of coral disease
• Development of alternative in situ treatments for stony coral tissue loss disease
• Scientists Discover New Probiotic That Could Protect Corals From a Mysterious and Devastating Disease
• Coral microbiome manipulation elicits metabolic and genetic restructuring to mitigate heat stress and evade mortality

   

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