Cet article vise à présenter les principes de la mesure du pH en aquariophilie, le fonctionnement des pH-mètres, le rôle et les limites des sondes pH, ainsi que les principales sources d’erreurs et d’instabilité.

1. Principe généraux

1.1. Le pH

Le pH (potentiel hydrogène) est l’expression chiffrée de l’activité des ions hydrogène déterminant le caractère acide (ou son opposée : basique) d’une solution aqueuse. Il est défini comme :

𝑝𝐻 = − log₁₀[𝐻+]

où H+ est la concentration en ions hydrogène (plus précisément en ions hydronium 𝐻3𝑂+). Interprétation :

• pH = 7 → neutre
• pH < 7 → acide (forte concentration en 𝐻+)
• pH > 7 → basique (faible concentration en 𝐻+)

L’échelle est logarithmique, c’est à dire que pour 1 unité pH la concentration en 𝐻+ varie 10 fois plus. La précision s’impose !

1.2. La mesure : ion H+ → mV → pH

La mesure utilise un capteur : la sonde pH, organe essentiel comportant à sa base un bulbe en verre de structure amorphe, hydratable. Au contact de l’eau, il se forme à sa surface une couche hydratée, un gel de silice d’épaisseur 10 à 100 nm permettant les échanges des cations alcalins du verre (Na⁺, Li⁺) avec des ions H⁺ (ou H₃O⁺) de la solution.

Contrairement aux idées reçues, ce verre n’est pas poreux. Les échanges ne sont que ioniques, générant une différence de potentiel à double sens entre l’intérieur du bulbe (une solution interne à pH connu) et l’extérieur (l’eau de l’aquarium). Quand la solution est alcaline, les ions H+ diffusent hors de la couche et une charge négative s’établit sur la face externe de la membrane. A contrario quand la solution est acide, le phénomène s’inverse, les ions H+ diffusent dans la couche et une charge positive se forme sur la face externe de la membrane.

La sonde est donc une pile électrochimique qui transforme une activité ionique (H⁺) en une différence de potentiel électrique (mV) proportionnelle au pH de la solution. Les potentiels sont captés par deux électrodes : l’électrode de mesure (potentiel variable) et l’électrode de référence (potentiel stable ≈ pH 7). La tension électrique suit une relation linéaire avec le pH, dont la pente dépend de la température, selon l’équation de Nernst soit ≈ 59,16 mV par unité de pH à 25 °C.

2. Systèmes de mesure du pH

Contrairement aux tests colorimétriques, la mesure du pH repose sur deux éléments indissociables : l’électronique de mesure (pH mètre, régulateur pH) et le capteur (sonde pH).

La mesure du pH est complexe et peut atteindre un niveau extrême de précision laboratoire. Cet article se limite aux besoins plus modestes de l’aquariophilie.

2.1 Mesure et régulation du pH

2.1.1. Mesurer le pH

Le pH-mètre

Le pH-mètre mesure la tension (≈ 400 mV) aux bornes des électrodes de très haute impédance (10⁷ à 10⁹ Ω), l’amplifie sans pertes, convertit le signal analogique en numérique, compense la température et les dérives d’étalonnage, réduit les bruits électroniques parasites pour afficher la valeur du pH, le tout dans une atmosphère saline et à proximité d’autres équipements électriques perturbateurs (ozoniseur…). Autant dire qu’un pH-mètre est un organe de haute qualité électronique, sensible à son environnement. Sa précision est au niveau de son coût.

L’aquariophile exploite plusieurs types d’équipements :

• Stylo pH (pen-type) : l’électrode intégrée au boitier de mesure n’est pas toujours remplaçable. Ce sont des modèles économiques, pratiques pour mesurer ponctuellement et rapidement l’eau de plusieurs aquariums, un changement d’eau, l’impact d’une intervention… Leur précision est moyenne : ± 0,1 à ± 0,2 pH. Ils sont étalonnables en 1 point, parfois 2 points. Certains stylo pouvant détecter automatiquement la valeur de la solution d’étalonnage. Du fait des nombreuses manipulations le bulbe s’assèche fréquemment à l’air libre, générant des dérives et une usure prématurée. Ce qui impose des calibrations fréquentes. Leur stabilité moyenne les exclut de l’aquariophilie récifale.
• Boitier de mesure pH : son coût est très variable selon la précision et la fiabilité attendues.
  • Boitier portable : permet des mesures ponctuelles avec une meilleure précision que les stylos. Suffisant pour usage courant à condition d’être bien entretenu. Cependant il ne permet pas de mesure continue en temps réel.
  • Boitier fixe : l’équipement dédié à un poste fixe permet des mesures sans inerties, représentatives du milieu. Utilisés en continu 24/7 dans une ambiance humide et parfois saline, ils nécessitent une excellente qualité électronique et une alimentation secteur. L’immersion constante de la sonde l’expose au contact de l’eau de mer agressive, voire très agressive dans un réacteur à calcaire ou au contact de lait de chaux.
• pH-mètre de paillasse : destiné à être posé sur une table de laboratoire, ce n’est pas un type utilisé dans notre hobby.

Compensation de la température

Le signal de la sonde évolue selon la température. La compensation automatique de la température (ATC) a pour effet de corriger par le calcul, la pente théorique Nernstienne de l’électrode. En aquariophilie certains testeurs portables, disposent de l’ATC avec un capteur de température indépendant ou intégré dans la sonde. D’autres équipements se basent sur une température fixe (25 °C). Ce n’est pas un réel inconvénient quand la température réelle ne diffère pas de plus de 10 °C et si l’on accepte une erreur de mesure ≈ 0,05 pH.

Modèles de pH-mètres

2.1.2. Réguler par le pH

Le régulateur de pH

Un système asservi au pH utilise un régulateur de pH (contrôleur pH). Ce dernier automatise la régulation, prenant en compte rapidement les dérives liées aux impacts externes sur le pH (pression de gaz, température, vitesse de dissolution de calcaire…) réduisant ainsi le risque de dérive de fonctionnement. Le coût plus élevé se justifie par la fiabilité nécessaire au pilotage de fonctions parfois critiques.
La régulation est cependant binaire avec une certaine inertie. Elle oscille donc dans une certaine plage (ex. pH interne d’un RAC). La sensibilité et la fiabilité de l’équipement conditionnent alors l’étendue des dérives. Des modèles plus élaborés proposent des options telles que l’enregistrement des mesures, des alertes, le paramétrage et le suivi via Wifi…).

Le régulateur de pH associe plusieurs éléments :

• La mesure du pH : un pH-mètre et sa sonde externe décrits ci-dessus.
• La régulation du pH : le dépassement d’une valeur de pH (consigne) commande un organe (électrovanne, pompe doseuse, ventilation…). C’est le cas de la régulation des injections de CO₂ pour la croissance des plantes d’eau douce, celle de CO2 dans un réacteur à calcaire ou au contact d’eau de chaux pour la supplémentation en carbonates et calcium d’un aquarium récifal.
  Des ordinateurs de gestion d’aquarium intégrant mesure et régulation peuvent accomplir la mission : Apex neptune, GHL – ProfiLux.
• Câble de connexion à l’organe commandé (EV, pompe…) dont la tension de fonctionnement et la broche correspondent aux spécifications du fabricant.
• Alimentation en courant : indispensable puisque ces appareils mesurent et pilotent automatiquement en continu selon le pH.

Modèles de régulateurs de pH

Choix d’un mesureur ou régulateur de pH

L’équipement doit répondre à des critères selon l’utilisation envisagée (tableau 1) : qualité électronique ; exactitude ; résolution de l’affichage ; fiabilité dans une ambiance parfois saline, déclenchement haut ou bas pH, réglage de l’hystérésis (déclenchement au-delà de la consigne).

2.1.3. Exactitude et résolution du pH-mètre

Ces deux caractéristiques ont parfois les mêmes valeurs mais pas la même importance.

• Résolution : il ne s’agit que des décimales affichées. Une résolution 0,01 pH affiche deux chiffres après la virgule. Se méfier d’une notice annonçant une résolution 0,01 pH qui oublierait de signaler une exactitude 0,1 pH.
• Exactitude (E) : parfois injustement nommée précision, elle s’exprime par l’incertitude de mesure ou erreur maximale tolérée (EMT). Par exemple pour une EMT ± 0,02 pH, la valeur lue étant 8,00, la valeur réelle se situe entre 7.98 et 8.02 pH.
  L’exactitude s’exprime parfois par EMT ± (A + B%), A étant une erreur fixe (liée à l’offset, au bruit, à la résolution…) et B une erreur (liée au gain, à l’amplification). Cette dernière est fréquemment un nombre de digit (dernier chiffre affiché) ou parfois proportionnelle, soit à la valeur lue, soit à la pleine échelle pleine (full scale FS). Par exemple, pour un pH-mètre dont la résolution est 0,02 pH :
  – Digit : 8,20 ± (0,1 pH + 2 digit) = 8,20 ± (0,10 + 2 x 0,02) = 8,20 ± (0,10 + 0,04) = 8,20 ± 0,14, soit 8,06 à 8,34 pH
  – Valeur %: 8,20 ± (0,1 pH + 1 % ) = 8,20 ± (0,1 + 0,082) = 8,20 ± 0,182 soit 8,02 à 8,38 pH

  Noter que l’exactitude est la combinaison de la justesse (proximité des valeurs mesurées et vraies) et de la fidélité (dispersion des valeurs mesurées). Cette dernière dépend de la répétabilité (même opérateur, appareil, conditions, court intervalle) et de la reproductibilité (opérateur, jour… différents), elle peut être grandement affectée par une évolution des conditions de mesure dans l’aquarium (usure, courant, parasitages…). D’où l’importance de procéder à des étalonnages réguliers et crédibles comme on va le voir.

2.2. La sonde de mesure pH

2.2.1 Caractéristiques de la sonde pH

La sonde pH est un capteur électrochimique extrêmement sensible dont la fiabilité dépend étroitement de sa qualité, de son entretien, de l’environnement électrique, électronique et chimique de l’aquarium où coexistent pompes, chauffages, éclairages et autres capteurs immergés. Les mesures peuvent devenir instables, bruitées ou trompeuses si certaines précautions ne sont pas respectées. C’est l’organe essentiel qui conditionne la fiabilité de la mesure à sa source : le pH-mètre le plus précis n’exploitera pas ses excellentes caractéristiques avec une sonde de mauvaise qualité.

Concrètement, sa qualité dépend principalement des critères :

• Stabilité électrochimique : capacité des électrodes à maintenir un potentiel stable dans le temps, sans recalibrages intempestifs. Elle dépend de la qualité du verre, des électrodes, de l’électrolyte de référence, de la jonction.
• Cinétique de réponse : c’est la vitesse à laquelle la sonde atteint sa valeur stable après un changement de pH. Elle dépend des matériaux choisis pour les électrolytes. Une sonde standard d’aquarium atteint 95 % de la valeur finale en 20 à 40 secondes et stable en moins de 2 minutes, 95 % en 10 à 20 s pour des sondes performantes. Une sonde dégradée se manifeste par une réponse lente, au-delà de 60 secondes elle est probablement hors service.
• Résistance au colmatage : on évoque ici l’usure des jonctions liée au choix des matériaux, leur environnement et à la maintenance de la sonde.

2.2.2. Éléments de la sonde pH

La sonde pH, en verre ou en matériau composite, combine aujourd’hui deux électrodes (sonde combinée), l’une pour la mesure et l’autre comme référence de mesure, toutes deux baignant dans un électrolyte adapté au milieu. L’ensemble comporte plusieurs éléments (schéma) :

• Compartiment de mesure : il contient l’électrode de mesure en argent/chlorure d’argent Ag/AgCl baignant dans une solution tamponnée avec HCl, à pH acide constant. Son rôle est de générer un potentiel électrochimique. Á sa base le bulbe en verre spécial alcalino-silicaté constitue une membrane sélective formant une barrière au liquide à mesurer mais laissant passer ses ions H⁺. Il n’est pas conducteur à sec, une sonde sèche ne mesure pas. En présence d’eau, une couche hydratée gélifiée de quelques dizaines de nanomètres se forme à la surface dans laquelle l’échange ionique est possible.
• Compartiment de référence : une électrode Ag/AgCl baigne dans un électrolyte, en général du chlorure de potassium KCl saturé en AgCl, assurant un potentiel de référence stable. Cet électrolyte se présente sous forme liquide, parfois rechargeable, stable et durable, ou sous forme de gel à durée de vie plus courte mais sans maintenance particulière.
• Compartiment intermédiaire : cette zone tampon isole les deux compartiments précédents des milieux agressifs afin de protéger la référence interne en limitant la diffusion des contaminants tout en maintenant une continuité ionique. On parle alors de sonde à double jonctions. Il ne contient qu’un électrolyte, parfois différent de celui du compartiment de référence.
• Jonctions : les compartiments communiquent entre eux par une interface, la jonction, qui assure le contact ionique entre l’électrolyte interne et le milieu extérieur.
  • Jonction extérieure : c’est un élément critique qui s’use, se colmate et conditionne la durée de vie de la sonde. En aquarium les particules fines, les précipités (CaCO₃), les biofilms bactériens, les matières organiques peuvent obstruer la jonction. Ce colmatage est source de bruits de mesure, d’une augmentation de l’erreur de mesure et du temps de réponse. Généralement en matériau céramique, en milieu industriel agressif la jonction peut être en PTFE ou en élastomère, plus résistante au colmatage, voire sans jonction avec un orifice.
  • Jonction interne : une jonction supplémentaire se situe à l’interface des compartiments intermédiaire et de référence. La sonde double jonction est conseillée en milieu agressif et très ionique, chargé en fines de calcium de carbonates et en CO₂ tel que dans un réacteur à calcaire ou en présence d’eau de chaux.
• Connexion au contrôleur pH, en général avec une prise BNC
• Câble de longueur adaptée, en général 1,5 m, 3 m, voire plus. Une attention particulière doit se porter sur l’étanchéité entre fil et capuchon de la sonde, parfois source d’infiltration d’eau.
• Capteur de température : certaines sondes dites 3-en-1 intègrent un capteur de température pour compenser le calcul dans les situations de variations importantes.

2.2.3. Utilisation de la sonde pH

La sondes pH est un dispositif sensible dont la durée de vie en aquariophilie est limitée à environ 12 mois au-delà desquels le temps de réponse devient lent, le signal incohérent. Toute électrode vieillit en raison de la chimie du verre, même lorsqu’elle n’est pas utilisée. Des résidus sur la membrane en verre ou des réactions du système de référence peuvent simplement perturber les échanges.

Quelques précautions d’emploi permettent de doubler la durée de vie :

Manipulations

• Avant la première utilisation, immerger 8 heures dans solution de conservation (KCl à 3 mol/L).
• A l’achat Éviter les chocs mécaniques et thermiques.
• Ne jamais essuyer le bulbe avec un papier qui pourrait rayer et endommager la membrane en retirant la couche de gel et en créant une charge électrostatique source de dysfonctionnements.
• Eviter la contamination : nettoyage et rinçages périodiques avec un solvant approprié.

Mesures dans l’eau à tester

• Rincer rapidement la sonde à l’eau pure : distillée, déminéralisée, déionisée.
• Immerger la sonde (bulbe et jonction extérieure) dans un becher rempli d’eau à tester.
• Remuer doucement, sans agiter.
• Laisser le temps à la sonde de se stabiliser 1 à 3 minutes selon l’usure, avant lecture.
• Rincer entre deux mesures dans des liquides différents.

Implantation d’une sonde pH fixe

La sonde pH sera ménagée en respectant quelques consignes :

• Fixer à un support d’électrode pour conserver la position et éviter la chute dans l’eau.
• Position verticale, voire légèrement inclinée d’un angle < 45° pour assurer un contact électrolytique optimal
• Non totalement immergée : immerger au minimum jusqu’au niveau indiqué par le fabricant sans noyer le capuchon. En effet, sauf certifiées IP68, le câble scellé dans la résine du capuchon n’est pas conçu pour une immersion totale prolongée. Pour cette raison il est recommandé de placer la sonde dans un compartiment de niveau constant, non submergé en cas d’arrêt de pompe de remontée et hors zones fortement exposées à des projections d’eau saline pouvant s’infiltrer par capilarité entre capuchon et câble.
• Éviter les flux directs tels que rejet de pompe, d’écumeur.
• Eviter les bulles d’air (écumeur).
• Éviter la proximité d’organes électriques chauffages, pompes à coutant alternatif, ozoniseur.
• Espacer les organes électroniques : une sonde redox peut interférer électriquement notamment en eau de mer, si les câbles sont mal blindés et les mesures issues d’appareils différents.
• Positionner la sonde dans un flux constamment renouvelé.
• Éviter les zones de turbulence extrême (entrée de cuve technique, proximité de chicanes…). Privilégier les zones à débit modéré et constant.
• Utilisation continue : les sondes utilisées sont prévues pour une utilisation continue 24/7 avec les régulateurs.

Nettoyage, restauration

Lorsque la jonction ou la membrane en verre semblent contaminées, quand la réponse est lente ou l’étalonnage difficile.

1. Détacher les particules solides qui se déposent sur le bulbe en agitant légèrement l’électrode dans l’eau.
2. Tremper la sonde (bulbe et jonction) dans une solution de nettoyage durant 15 à 30 mn selon le niveau d’encrassement. La solution de nettoyage d’acide chlorhydrique (HCl) dilué à ≈ 0,1 à 0,5 M, pour dissoudre carbonates, hydroxydes, dépôts minéraux légers, est parfois complétée de pepsine pour éliminer les dépôts protéiques et le biofilm.
   Ne pas tremper de manière prolongée dans la solution acide.
3. Rincer rapidement à l’eau distillée ou osmosée.
4. Après nettoyage, reconditionner la sonde 15 à 30 min dans la solution de conservation (KCl 3 M).
5. Étalonner la sonde après nettoyage. En effet, la solution de nettoyage diffusée dans la jonction peut provoquer des potentiels de diffusion : les ions H⁺, K⁺, Cl⁻ diffusent à des vitesses inégales générant une différence de potentiel électrique non réaliste.

Il est possible de restaurer la couche de gel (10–100 nm) d’un bulbe desséché par une réhydratation de 12 à 24 heures, voire plusieurs jours pour un bulbe séché durant une longue période, dans une solution de stockage standard (KCl 3 mol/L). Etalonner pour vérifier l’efficacité du traitement.

Stockage

La couche hydratée disparaissant, le verre perd sa sensibilité. La réponse devient lente réduisant sa durée de vie. Le défaut peut être irréversible. De simples précautions limitent l’usure :

• Toujours humide : une sonde pH ne doit jamais être à sec, ne serait-ce que quelques minutes.
• Eau douce interdite : ne jamais stocker la sonde dans de l’eau déminéralisée, osmosée, qui provoquerait un lessivage des ions la rendant inopérante.
• Stockage à court terme : entre les mesures ou lorsque l’électrode n’est pas utilisée pendant de courtes périodes, il est préférable de conserver la sonde (bulbe et jonction) dans son récipient contenant la solution de conservation composée de chlorure de potassium (KCl à 3 mol/L). S’assurer de l’immersion totale du bulbe.
• Stockage long terme : quand la couche hydratée se formant sur le bulbe sèche, elle se contracte, les sites Si–OH se réorganisent la réponse devient lente ou erratique. Aussi, la sonde se stocke dans son capuchon protecteur fourni à l’achat, rempli de solution de conservation (KCl à 3 mol/L). Le bulbe et la jonction doivent être immergés. S’assurer de l’étanchéité à la fermeture sous peine d’évaporation de la solution entraînant la formation de cristaux au niveau de la jonction, voire même à l’intérieur de l’électrode. Ainsi la sonde pourra être utilisée immédiatement avec un temps de réponse court.

Sondes pH

Problèmes fréquents, remèdes.

Cet article a mis en avant des problèmes pouvant survenir durant l’utilisation d’un pH-mètre ou régulateur pH. Le tableau 2 répertorie quelques cas et les actions correspondantes.

3. Étalonner le pH-mètre avec sa sonde

3.1. Principes d’étalonnage

Le pH-mètre et la sonde forment un couple indissociable, ainsi l’étalonnage se réalise toujours pour chaque ensemble appareil + sonde. Une nouvelle sonde implique un nouvel étalonnage. L’étalonnage s’effectue environ tous les mois, et plus fréquemment quand la sonde vieillit. Respecter la fréquence est essentiel quand il s’agit de piloter des fonctions critiques de la maintenance (supplémentation en KH et Ca…).

La relation entre le pH et la tension délivrée par la sonde étant linéaire, l’étalonnage s’effectue en deux points qui caractérisent le point zéro de la droite (offset) et sa pente (inclinaison) (figure 1). Les deux solutions tampons d’étalonnage sont choisies en fonction de la précision souhaitée et de la plage de mesure.

1. Etalonnage du point zéro : avec une solution tampon pH 7, l’électrode pH devant alors délivrer une tension de 0 mV. Toujours réaliser l’étalonnage avec le tampon pH7 en premier.
2. Etalonnage de la pente : la seconde solution tampon doit avoir une valeur de pH proche de la valeur de mesure, avec un écart d’au moins 2 pH, soit en général pH 4,01 pour l’eau douce et pH 918 (ou pH 10,01) pour l’eau de mer.

3.2. Solutions tampon

• Certification : En usage aquariophile il n’est pas essentiel d’utiliser des solutions tampon certifiées. Une solution tampon standard devrait avoir une précision de ± 0,02 unités de pH
• Pouvoir tampon : les solutions d’étalonnage couramment utilisées (phosphate monopotassique et disodique, borax ou carbonate de sodium) se distinguent par leur capacité tampon élevée et leur stabilité à long terme. Elles présentent l’avantage de ne pas se laisser facilement contaminer par d’autres liquides. Pour autant toute précaution doit être prise pour éviter les contaminations lors des manipulations croisées.
• Durée de vie : correctement stockée la solution se conserve environ 1 an.
• Utilisation : limiter l’exposition au dioxyde de carbone de l’air, ne pas agiter fortement.

Les valeurs des solutions tampons résultent de mélanges acide/base normalisés NIST. Plus ou moins sensibles à la température, elles sont établies pour une température de référence 25 °C (tableau 3).

3.3. Mode opératoire d’étalonnage

1. Nettoyer la sonde comme expliqué ci-dessus.
2. Rincer rapidement dans de l’eau déminéralisée ou osmosée puis égoutter avant chaque étalonnage.
3. Essuyer la sonde avec un papier absorbant en évitant tout contact avec le bulbe. Ne pas souffler sur le bulbe, ce qui le sècherait.
4. Tremper dans la solution pH 7 de 1 à 3 mn selon la réactivité de la sonde, le temps nécessaire pour que tampon et électrode soient à la même température. Valider la valeur sur le pH-mètre quand elle est stable.
5. Rincer de nouveau et égoutter entre chaque mesure.
6. Tremper dans la solution pH 9 (ou pH 4) de 1 à 3 mn et valider, dans les conditions identiques à pH 7.
7. Réitérer les opérations depuis l’étape 2 jusqu’à ce que le pH-mètre indique des valeurs proches (écart ≈ 0,02 pH) sans besoin de réétalonner. Chaque ajustement corrige une partie de l’erreur jusqu’à obtenir une valeur représentative, crédible.
   • Valeurs correctes après1 à 2 itérations : sonde correcte, la pente réelle est > 95 % de la pente théorique.
   • Nécessité de répéter 3 à 4 itérations : sonde colmatée ou usée (vieillissement du verre, hydratation incomplète, dépôts sur le bulbe. La pente réelle peut être > 90 % de la pente théorique. Retenter un nettoyage plus poussé.
   • Impossibilité de retrouver les valeurs correctes : sonde hors d’usage, pente < 90 % de la pente théorique.

En savoir plus

• The theory and practice of pH applications: a guide to pH measurement Mettler-Toledo GmbH 2023

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1. Ratio de Redfield : origines et signification

1.1. Ratio des nutriments C:N:P

Tout organisme vivant nécessite des nutriments pour son métabolisme parmi lesquels :

• Carbone (C) : il constitue la base des molécules (protéines, lipides, ADN…) et joue un rôle comme source d’énergie.
• Azote (N) : il est essentiel à la synthèse des protéines (acides aminés) et des acides nucléiques.
• Phosphore (P) : indispensable pour les membranes cellulaires (phospholipides) et la production d’énergie (ATP).

En milieu marin les organismes vivants ont évolué et se sont adaptés aux environnements dans lesquels ils vivent. Les écosystèmes marins (océan, surface, abysses, plateau continental, récif, lagon…), présentent quelques particularités liées à leurs nombreux facteurs (disponibilité en nutriments, oxygénation, hydraulique…). Le ratio C:N:P constituant les cellules des organismes vivants est donc donc variable selon leur biotope.

1.2. Concept de Redfield

Alfred Clarence Redfield (1890–1983) établit en 1934 dans le Concept de Redfield, que la biomasse phytoplanctonique océanique contient en moyenne un rapport atomique de 106:16:1 pour le carbone (C), l’azote (N) et le phosphore (P), et qu’il est similaire entre celui de l’azote et du phosphore dans les eaux océaniques. Cette proportion, résultat des processus évolutifs et des cycles biogéochimiques des océans, est devenue une référence pour comprendre les besoins nutritionnels des organismes marins.

1.3. Ratio de Redfield : une moyenne plutôt qu’une règle

Le ratio biologique de Redfield doit être considéré comme une observation générale dans les océans globaux. Il reflète la composition chimique moyenne des cellules phytoplanctoniques dans des conditions où les nutriments (N et P) ne sont pas limitants. Ce ratio s’avère stable pour les systèmes océaniques ouverts (figure 1), car les processus biologiques et biogéochimiques tendent à stabiliser les flux globaux de C, N et P à des proportions proches de cette moyenne. Mais ce n’est pas une règle dans tous les écosystèmes marins.

En effet, ce ratio n’est pas une exigence nécessaire à la croissance du phytoplancton et des végétaux. Il varie considérablement selon les espèces de phytoplancton dominants dans un écosystème, même dans des systèmes riches en nutriments. Les cyanobactéries adaptées à des environnements pauvres en nutriment ont souvent un ratio C:N:P supérieur. Les diatomées aux parois siliceuses ont des besoins en phosphore différents. Les macroalgues, comme les algues brunes ou rouges, montrent des compositions encore plus variables selon leur environnement.

2. Le ratio de Redfield n’est pas une constante de l’eau

2.1. Ce ratio biologique ne reflète pas celui des nutriments dissous

Le ratio de Redfield est biologique, relatif à la composition des organismes. Il s’avère qu’il est intimement lié au ratio des nutriments C:N:P dissous dans l’eau des océans, mais il n’est pas universel.

En effet, le ratio des nutriments dissous dans l’eau est déterminé par des processus biogéochimiques complexes, et pas uniquement par les besoins biologiques des organismes. Il peut varier considérablement en fonction de sources externes. Par exemple, les nitrates (NO₃) et les phosphates (PO₄) proviennent d’apports externes : le ruissellement des terres, les apports atmosphériques, les upwellings océaniques. Ils proviennent aussi de pertes par exportation : l’azote perdu sous forme gazeuse (N₂) via la dénitrification bactérienne, le phosphore souvent immobilisé dans les sédiments ou précipité sous forme de phosphates insolubles. Ces exports expliquent parfois la limitation d’un élément N ou P. Il devient le facteur limitant un métabolisme, dont l’impact est d’autant plus important et rapide que les eaux sont oligotrophes, avec très peu de nutriments.

Le ratio de l’eau ainsi déséquilibré n’empêche pas toujours le phytoplancton de croître, son ratio biologique interne reste toujours proche de Redfield 106:16:1. En effet les végétaux marins, comme de nombreux organismes, s’adaptent à leur environnement et ajustent leur métabolisme. Ils sont en mesure de tamponner les fluctuations externes par stockage. C’est par exemple le cas dans certaines régions tropicales limitantes en phosphore dont le ratio N:P peut être supérieur à 50:1 alors que les organismes marins survivent.

2.2. Différences de vitesse d’assimilation

Les nutriments dissous ne sont pas consommés à la même vitesse par les organismes : le phytoplancton et les bactéries consomment souvent l’azote et le phosphore selon leurs besoins immédiats. Par ailleurs la limitation d’un nutriment peut entrainer le stockage de l’autre. Par exemple un faible niveau de phosphore entraine une accumulation de l’azote. Un déséquilibre du ratio s’installe alors temporairement.

2.3. Le ratio diffère selon les écosystèmes

Le ratio C:N:P évolue selon les habitats en raison de variations dans les sources de nutriments ainsi que les processus biologiques et écologiques dominants, influençant directement la structure des communautés biologiques :

• Océan ouvert : en haute mer les ratios avoisinent ceux de Redfield pour le phytoplancton. Les taux d’azote et de phosphore peuvent devenir limitant dans les zones oligotrophes (pauvres en nutriments).
• Crête récifale : l’énergie des vagues y est intense, favorisant l’aération et l’échange avec l’océan. Les nutriments sont généralement limités et le carbone prédomine dans les organismes calcifiants et autotrophes (coraux et algues calcaires). L’azote est rapidement assimilé par les organismes autotrophes ou recyclés par des bactéries, le phosphore est plus faible, précipité rapidement sous forme de phosphates dans un environnement alcalin. Le ratio C:N:P pourrait avoisiner 150-200:20:1.
• Lagon : ces environnements semi-fermés favorisent l’accumulation de matières organiques et de nutriments. D’autre part, les ratios peuvent être impactés par des apports anthropiques (eaux côtières, fertilisants) favorisant des teneurs variables, globalement plus élevées en azote et phosphore. Le ratio C:N:P serait de l’ordre de 120-150:20-25:1
• Plaine récifale : dans les zones plus profondes la lumière diminue, réduisant l’activité autotrophe. La matière organique particulaire sédimente et sa dégradation prédomine, le taux de phosphore peut être influencé par les processus de reminéralisation. Les taux d’azote et de phosphore y sont plus importants.

3. En aquarium, le contexte diffère du milieu naturel

Le contexte d’un aquarium, système fermé, est notablement différent avec des interactions de nature à bouleverser les schémas.

3.1. Besoins spécifiques

Les organismes présents dans l’aquarium (coraux, bactéries, algues) ont des besoins spécifiques qui diffèrent de ceux du phytoplancton.

3.2. Nutriments importants

Les apports (alimentation, déchets…) sont proportionnellement importants et les exportations (filtration, écumage…) y sont gérées à petite échelle par l’aquariophile, contrairement aux masses océaniques où les flux sont régulés naturellement. Dans un aquarium récifal, système artificiel et fermé, les déséquilibres sont encore plus marqués.

En aquarium, la biomasse microbienne et les particules organiques ne sont pas négligeables. Le carbone organique (matière vivante, détritus), l’azote et le phosphore, sont liés à plusieurs processus : métabolisme, stockage, précipitations… Ils forment des sources et des transformations importantes qui influencent fortement le cycle des nutriments. Le ratio dissous mesuré dans l’eau de l’aquarium est donc le résultat des apports, des exportations et des transformations chimiques, sans lien direct avec les besoins internes des coraux, algues ou bactéries. Cela crée une vision partielle et biaisée des flux de nutriments dans l’aquarium. L’application du ratio Redfield est impossible dans ce contexte.

3.3. Concentrations élevées mais non limitantes

En milieu naturel l’azote et le phosphore disponibles en très faibles quantités deviennent facilement des éléments limitants. Cela force les organismes à optimiser leur utilisation. En aquarium la situation est différente. N et P sont en général présents en excès, le carbone s’avère plus fréquemment le facteur limitant. Tant que les niveaux de N et P élevés restent dans une plage compatible avec la biologie des coraux et des poissons, ils ne créent pas de stress significatif. Cette limite est toutefois variable. En aquarium elle bien souvent contrainte par le développement des algues ou cyanobactéries.

3.4. Aquarium contrôlé

En aquarium, les paramètres sont maintenus dans une plage étroite (pH, température, salinité, lumière) qui réduit le stress métabolique. Cela permet aux organismes de mieux tolérer des déséquilibres des ratios C:N:P.

3.5. Tests aquariophiles inadaptés

Nos tests colorimétriques ou photométriques NO₃ ne mesurent que les nitrates, une forme oxydée d’azote inorganique, ils ne mesurent pas les autres formes d’azote dissous (ammoniac NH₃, ammonium NH₄, nitrites NO₂, azote organique : acides aminés, urée, diazote…) dissous dans l’eau. Les coraux assimilent plus facilement l’azote sous forme ammonium et en bien moindre mesure les nitrates. Les nitrates ne reflètent donc pas la disponibilité en azote pour les coraux. Cependant, dans une situation stable et equilibrée la présence de nitrates suppose la présence d’ammonium en amont, dont une partie est potentiellement disponible pour les coraux et les autres organismes.
De même que le test PO4 ne mesure que les phosphates inorganiques, excluant les différentes formes de phosphore organique. Ces tests excluent donc les formes organiques de N et P (DON/DOP) largement présentes dans les aquariums.

L’analyse ICP qui ne mesure pas le carbone ni l’azote total, ne permet pas plus de mesurer le ratio C:N:P global. Les biologistes utilisent des méthodes spécifiques pour chaque élément : le carbone total avec des analyseurs (TOC/DOC) qui incluent les formes organiques et inorganiques ; l’azote total par colorimétrie, spectrophotométrie UV, spectrophotomètre ; le phosphore total par chimie analytique et des mesures colorimétrique ou spectroscopique. Ces méthodes permettent de combiner les fractions organiques et inorganiques, ce que l’ICP seul ne peut pas faire.

3.6. Expression différente des mesures

Les tests aquariophiles mesurent NO₃ et PO₄ en milligrammes par litre. De son côté, le biologiste marin mesure les éléments C, N et P individuellement et expriment le ratio de Redfield C:N:P 106:16:1 en mole. C’est à dire que la biomasse du phytoplancton est constituée de 106 atomes de phosphore, 16 d’azote et 1 de phosphore. Traduit en masse cela représente respectivement 1272, 992 et 95. Le ratio est alors 41:32:1 en mg/l.

Ce ratio N:P 32:1 est contenu dans les molécules de nitrates et phosphates dans un ratio NO₃/PO₄ de 46/1. Aucun aquariophile ne respecte cette proportion, bien loin du ratio NO₃ / PO₄ en mg/l préconisé en aquarium récifal 100/1 à 150/1. Mais pas de panique ! Les organismes marins y prospèrent grâce à leur adaptabilité, au fait qu’ils supportent mieux les excès de nutriment que des carences, qu’ils ont la capacité d’utiliser des formes organiques non mesurées (DON, DOP) non prises en compte par les tests standards et qu’il sont maintenus dans un environnement globalement stable et contrôlé, compensant les déséquilibres apparents.

4. Enseignements de Redfield pour l’aquariophile

Redfield pourrait-il être récifaliste ? Ses observations relatives à des organismes végétaux dans un milieu spécifique, loin de nos réalités aquariophiles sont inappropriées à l’aquariophilie récifale et ne peuvent s’appliquer stricto facto. Le concept d’équilibre entre les nutriments que Redfield a mis en évidence joue pourtant un rôle déterminant dans l’efficacité des métabolismes de tous les organismes, notamment des bactéries dans le traitement des déchets et le cycle de l’azote. C’est l’un des piliers de notre maintenance.

4.1. Enseignements

Le concept de Redfield est général, mais capital et riche d’enseignements :

• Un concept, pas une règle : les ratios NO₃/PO₄ 100/1 à 150/1, habituellement recommandés dans un aquarium récifal répondent au concept d’équilibre. Ils sont le fruit de l’expérience et doivent être considérés comme une ligne de conduite plutôt qu’une règle absolue. Un déséquilibre non limité aux cyanobactéries : une étude en milieu naturel a mesuré le développement de dinoflagellés en présence d’un ratio N/P élévé associé à P faible.
• Niveaux de nutriments raisonnables : ce concept d’équilibre ne remet pas en cause les valeurs minimales et extrêmes. En effet, des proliférations algales sont générées par des taux de nitrates ou phosphates excessifs, de même qu’une carence dans l’un ou l’autre affaiblit le corail.
• Des ratios différents du milieu naturel : c’est une situation qui ne nuit pas à une bonne maintenance. Elle s’explique par des réactions diverses (précipitations, action bactérienne) sans rapport avec ce qui se produit dans l’océan.
• Observer et s’adapter au contexte : chaque aquarium est différent, avec des flux de nutriments non mesurables. Les résultats des tests ne sont que l’expression du bilan de ces interactions. Une approche basée sur l’observation des coraux, algues et autres organismes est plus efficace que l’application rigide d’un ratio : les coraux montrent-ils des signes de blanchiment ou de stress, les algues indésirables prolifèrent-elles malgré des PO₄ faibles ?

• Maintenance pragmatique et stable :
  • Variations progressives : forcer trop rapidement un ratio en ajoutant des nitrates ou des phosphates peut favoriser la prolifération d’algues indésirables ou cyanobactéries.
  • Cycles biologiques complets : proposer un système qui se régule au mieux. Par exemple distribuer régulièrement des sources de carbone organique (ex. vodka, acétate) pour stimuler les bactéries hétérotrophes consommatrices de nitrates et phosphates ; favoriser si nécessaire les refuges algaux pour capturer les nutriments excédentaires…

4.2. Carbone dans le concept de Redfield en aquarium marin

Suivi du carbone dans la maintenance

Ce premier élément du ratio a été un peu oublié. En effet ce n’est pas un élément que nous suivons régulièrement.

• Carbone organique dissout (COD): le test n’est pas à la portée de l’aquariophile, cependant le test Triton N-DOC mesure le carbone et l’azote inorganique dissout. En milieu marin le COD est généralement très faible : de 1 à 5 mg/l dans les eaux océaniques peu polluées et jusqu’à 10 mg/l, voire davantage, près des zones côtières enrichies en nutriments. Ce sont les taux visés en aquariums récifaux, ils assurent la ressource pour l’activité bactérienne importante dans nos milieux.
• Carbone inorganique dissout (CID) : il est stable en eau de mer de 2000 à 2200 µmol/L (soit environ 24 à 26 mg/l de C).
  Nous gérons les formes les plus présentes (bicarbonates, carbonates) en aquarium via le test KH. Dans un aquarium récifal, les niveaux visés de CID sont similaires, de 2000 à 2400 µmol/l. Avec pH 8,0-8,4 et S35, le taux de CID est environ 2000 µmol/L à 7 dKH et 2800 µmol/l à 10 dKH. Le taux de CO₂ n’est cependant pas mesuré, dépendant des échanges gazeux.

4.3. Ratios NO3 / PO4 en aquarium marin

La question des taux limites en NO₃ et PO₄ intéresse l’aquariophile. Il suit régulièrement ces valeurs, mais se soucie peu du ratio NO₃/PO₄. Voyons comment nous pouvons exploiter le concept de Redfield.

À cet effet, je propose un diagramme (figure 2) qui n’a rien de scientifique, seulement porté par un faisceau d’expériences d’aquariophiles à travers le monde. Il repose sur plusieurs hypothèses et principes :

• Biologiquement le concept de ratio N:P est indéniable et s’applique aux habitants de l’aquarium.
• Le concept peut s’étendre à la qualité d’une eau qui assure la disponibilité des éléments N et P dans le contexte de l’aquarium, malgré ses inconnues. Autrement dit le résultat mesuré dans l’eau est exploitable, même s’il n’est que l’expression finale de flux (intrants, épurateurs, consommateurs…) et cycles internes (azote, phosphore) dont on sait peu.
• Puisque l’on ne peut exploiter les informations sur les éléments azote et phosphore, on peut logiquement tenter un raisonnement sur la base des nitrates et phosphates.
• Une gestion stricte basée uniquement sur un ratio ignore la réalité des flux de nutriments et peut entraîner des déséquilibres. Il convient d’élargir l’analyse en intégrant les carences et excès de nutriments : trop d’azote accentue la prolifération algale, un élément limitant perturbe le métabolisme…
• L’expérience des récifalistes montre qu’un ratio NO₃/PO₄ de l’ordre de 100/1 à 150/1 exprimé en mg/l est adapté à la maintenance d’organismes sensibles tels que les coraux, dans nos aquariums. Pour autant, au stade actuel de nos incompréhensions, ce postulat pourrait évoluer selon les espèces hébergées.
• Un même ratio peut répondre aux besoins de tous les organismes vivant dans le même écosystème.
• Certaines informations (invasion d’algues, de cyanobactéries, taux de calcification…) contribuent à délimiter des zones particulières de maintenance. Ne s’agissant pas de science exacte, leurs frontières sont délibérément floues. Il convient de conserver les nutriments dans des rapports raisonnables, et bien évidemment ne jamais l’inverser sous peine d’invasion de cyanobactéries.

• Compte tenu de ce qui a été exprimé auparavant, nous devons interpréter avec prudence.
  • Le diagramme est un moyen de compréhension de l’évolution de l’aquarium vers une situation de déséquilibre.
  • Le diagramme doit être considéré comme une ligne de conduite plutôt qu’une règle absolue, et un moyen de mieux comprendre et maitriser notre maintenance.
  • Une combinaison avec de très faibles taux de nitrates et phosphates est instable et présente plus de risque de cyanobactéries.
  • Il y a plus de risques à tendre vers des carences que des excès.
  • Le diagramme définit des zones (SPS, LPS…) représentant des conditions standard avec moins de risque de dérive. Elles ne signifient pas que les organismes ne peuvent pas vivre en dehors de celles-ci.
  • Les zones attribuées aux coraux limitent le champ d’action pour recentrer un ratio. Par exemple en cas de nitrates élevés et de phosphates faibles, il est fortement déconseillé de remonter le taux de phosphates en dehors de celles-ci. Les nitrates devront être spécifiquement réduits par d’autres voies (bactéries, nourrissage…).
  • Un aquarium prolifère qui ne répond pas au modèle dispose propablement d’autres leviers compensateurs. Nous somes trop ignorants pour les expliquer totalement.
  • Un aquarium en situation de déséquilibre, confronté à des dérives autres que N et P, peut ne pas correspondre au modèle.
  • Un aquarium déséquilibré a peu de chance de retrouver une situation stable en agissant sur les seuls leviers NO₃, PO₄ et leur ratio. Cependant, ces derniers contribueront à retrouver la stabilité attendue dans un plan plus global.

Assurément, Redfield aurait été un bon aquariophile !

En savoir plus

• Effets de la disponibilité en macro- et micro-nutriments sur la physiologie des coraux tropicaux. Alice Blanckaert. Microbiologie et Parasitologie. Sorbonne Université, 2023.

Images liées:

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1. Les bactéries

Les bactéries font partie des premières formes de vie sur Terre. Omniprésentes dans presque tous les environnements, de l’air à la terre, en passant par l’eau douce et marine, et même à l’intérieur des organismes vivants, elles ont une importance considérable dans les cycles biogéochimiques comme le cycle du carbone et la fixation de l’azote de l’atmosphère.

1.1. Description

Source : Khan Academy

Ces micro-organismes (figure 1), de l’ordre de 0,1 à 50 micromètres, unicellulaires, appartiennent au règne des procaryotes, donc sans noyau défini ni organites membraneux, ce qui les distingue de tous les autres organismes.

Les cellules se présentent sous plusieurs formes : sphérique, les coques ou cocci (cyanobactéries Synechococcus, Prochlorococcus) ; allongée ou en bâtonnet, les bacilles (Bacillus, Nitrosomas, Vibrio) ; spiralée, les spirilles ou spirochètes (Oceanospirillum, Helicobacter). Une membrane plasmique entoure la cellule et régule les échanges avec l’extérieur. Comme pour les cellules végétales, la membrane est parfois enveloppée d’une capsule protectrice plus ou moins épaisse dont la structure permet de différencier les bactéries Gram positif (à paroi épaisse) des bactéries Gram négatif (à paroi fine). A l’intérieur de la cellule flotte le matériel génétique, formé par un seul chromosome (molécule) d’ADN libre, enchevêtré en cercle, et refermé sur lui-même, ainsi que diverses molécules vitales.

Formes des bactéries.

Source : Biomérieux

1.2. Particularités

Source : Naturebiotechnology

• Mobilité : parfois immobiles, certaines espèces disposent de flagelles, de longs filaments fins dépassant de la surface cellulaire, qui permettent leur locomotion. On observe aussi des structures filamenteuses courtes, les fimbriae, utilisées pour l’adhérence aux surfaces ou pour l’échange de matériel génétique entre bactéries.

• Nutrition : Les bactéries interviennent dans divers processus et, selon les situations et les espèces, peuvent exploiter des nutriments organiques (déchets, nourriture), des composés azotés (ammoniac, nitrites, nitrates, voire directement l’azote dissout), des composés carbonés (sucres, acides organiques : AA, acides gras), CO₂, O₂, des sulfates, des composés inorganiques (carbonates, phosphates…), des oligoéléments et même des métaux lourds.
  Leurs modes de nutrition variés contribuent au brassage continuel de la matière entre les sol, leur milieu et les autres êtres vivants.
• Sources d’énergie (figure 2) : certaines bactéries phototrophes, captent l’énergie lumineuse, d’autres chimiotrophes, utilisent celle contenue dans des substances minérales ou des molécules organiques issues d’êtres vivants.
• Oxygène : on caractérise les bactéries selon leurs besoins en oxygène pour vivre et se multiplier. Elles sont dites aérobies strictes lorsqu’il leur est indispensable, et anaérobies strictes quand elles n’en ont pas besoin ou ne supportent pas sa présence. D’autres sont aéro-anaérobies facultatives lorsqu’elles vivent et se multiplient avec ou sans oxygène.
• Résistance : Il s’agit de la forme de vie la plus résistante que l’on connaisse. Les bactéries résistent à des températures de 100 °C, à certains désinfectants, aux rayonnements ultraviolets et plutôt bien aux UV-C, mais sont détruites par les rayonnements ionisants. Lorsque les conditions environnementales sont difficiles (sécheresse excessive, manque de nutriments…), certaines espèces entrent en dormance et produisent des spores, une forme naturelle, inactive. Chaque spore germe en une bactérie active lorsque les conditions redeviennent favorables.
• Communautés : Elles vivent en communautés, adhérant le plus souvent à des surfaces au sein d’un gel muqueux, le biofilm.
• Reproduction : Les bactéries se reproduisent rapidement principalement de manière asexuée, par scissiparité, un processus simple dans lequel une cellule se divise en deux cellules filles identiques. La division peut avoir lieu toutes les 20 minutes. C’est à dire potentiellement 500 000 nouvelles cellules après 6 h. Un tel rythme explique la fulgurance des maladies bactériennes. Elles peuvent également échanger du matériel génétique (conjugaison) pour brasser leurs gènes.
• Nombreuses : Le nombre d’espèces dans les océans dépasse très probablement le million. On compte environ 10 millions de bactéries par millilitre d’eau de mer dans les zones côtières. Si le bactérioplancton joue un rôle crucial dans les océans, tout autant que le phytoplancton et de manière complémentaire, on sous estime probablement son impact dans la nutrition de nombreux organismes marins.
• Nocivité : La plupart des bactéries n’attaquent que la matière organique morte et sont inoffensives voire bénéfiques pour les organismes. Un petit nombre d’espèces est pathogène, à l’origine de maladies infectieuses.

2. Rôles des bactéries en aquarium

Un aquarium sain et stable pour les poissons, les coraux, et les autres habitants contient probablement des bactéries variées et en quantité suffisante pour assurer leurs fonctions. Voyons leurs différents rôles :

2.1. Rôles relatifs à la maintenance de l’aquarium

Cycle de l’azote : (figure 3) les bactéries réalisent une filtration biologique essentielle à l’équilibre de l’aquarium marin.

• Les bactéries nitrifiantes : durant la nitrosation Nitrosomonas, Nitrosococcus, Nitrosocystis, Nitrosospira, Nitrosogle transforment l’ammonium (NH₃), très toxique pour les poissons, en nitrites (NO₂⁻), également toxiques mais moins dangereux.
  Ensuite, durant la nitratation, les bactéries Nitrobacter , Nitrocystis, Bactoderma, Microderma, Nitrospira, etc., convertissent les nitrites (NO₂⁻) en nitrates (NO₃⁻), bien moins toxiques, qui pourront être absorbés par les plantes ou éliminés lors des changements d’eau.
• Les bactéries dénitrifiantes : telles que Pseudomonas, Flavobacterium, Alcaligenes, Achromobacter, Escherichia, Micrococcus, Aerobacter, Bacillus, Thiobacillus, Azotobacter… se développent dans des zones pauvres en oxygène (anaérobies) : dans les substrats ou au sein de certaines roches vivantes. Elles transforment les nitrates (NO₃⁻) en diazote gazeux (N₂), relâché dans l’atmosphère. La réduction du niveau de nitrates, prévient l’accumulation de substances nocives pour les habitants marins.

Cycle du phosphore : comme exposé dans l’article Phosphore, phosphates, lors de la dégradation des matières organiques (fèces, déchets, sédiments…), les bactéries solubilisatrices de PO₄ (PSB) telles que Pseudomonas fluorescens, et les bactéries accumulatrices de PO₄ (PAB) telles que Candidatus Accumulibacter phosphatis, extraient les phosphates dissous dans l’eau, pour leur propre métabolisme. A leur mort ces phosphates piégés dans leur biomasse sont éliminés par la filtration et l’écumeur. Par ailleurs, durant la dégradation de composés organiques phosphorés, elles sécrètent des enzymes assurant la minéralisation du phosphore organique en phosphate inorganique, un nutriment essentiel pour les coraux et les algues. La régulation du phosphore est un levier pour limiter la prolifération d’algues indésirables.

Cycle du soufre : dans les aquariums marins, notamment ceux comportant des zones anoxiques peu oxygénées, des "bactéries pourpres" pratiquent la photosynthèse anoxygénique (sans production d’oxygène). Les bactéries pourpres sulfureuses (PSB) des gama-Protéobactéries), essentiellement des Chromatiaceae, transforment le sulfure d’hydrogène (H₂S) toxique en soufre ou en sulfates beaucoup moins nocifs pour l’écosystème interviennent également dans le cycle du soufre.

Cycle du carbone : des bactéries dégradent la matière organique dissoute, convertissant les substances organiques en dioxyde de carbone et d’autres nutriments assimilables par les coraux et les autres habitants de l’aquarium. Certaines espèces fixent le carbone organique dans le mucus et rendent cette source d’énergie directement disponible pour le corail.

Décomposition de la matière organique : les bactéries hétérotrophes décomposent les déchets organiques (nourriture, excréments, plantes mortes…), en substances plus simples à éliminer, évitant ainsi l’accumulation de matière organique, le risque de pics d’ammoniac toxique et celui d’autres polluants.
Plus particulièrement, les bactéries pourpres non-sulfureuses (PNSB), des alpha-Protéobactéries telles que les Rhodospirillaceae et Rhodobacteraceae, pratiquent la photosynthèse anoxygénique comme les PSB, mais utilisent des composés organiques (acides gras, alcools, glucides) ou des composés inorganiques pauvres en soufre (fer) comme source d’électrons pour la photosynthèse. Si elles n’entrent pas dans le cycle du soufre, elles contribuent au cycle de l’azote, plus spécifiquement dans les zones hypoxiques, pauvres en oxygène, centrées sur la dégradation de la matière organique et la gestion des nutriments. Ce faisant elles sont performantes dans le traitement du mulm sédimenté sur et dans les substrats : sables et roches vivantes.

Clarification de l’eau : En fixant les particules en suspension et en absorbant les substances dissoutes, les bactéries clarifient l’eau, améliorant ainsi la qualité visuelle et la santé générale de l’aquarium.

Biofilm protecteur : les bactéries forment également un biofilm sur les surfaces (roches, substrat, parois de l’aquarium..) empêchant les bactéries pathogènes de coloniser ces surfaces. Le biofilm agit également comme un réservoir de nutriments pour les microorganismes et, bien entendu, participe à la filtration biologique.

2.2. Rôles relatifs aux organismes marins

Dans un aquarium récifal, les interactions entre les bactéries et les organismes vertébrés et invertébrés sont nombreuses, complexes et indispensables au maintien de son équilibre écologique. Elles incluent notamment la nourriture et la protection contre les maladies :

• Réduction des toxines : Les bactéries du cycle de l’azote et du soufre réduisent les risques toxiques. D’autre bactéries probiotiques telles que Bacillus, Rhodopseudomonas, contribuent à neutraliser différentes toxines comme, par exemple, des toxines cyanobactériennes produites par les algues. Dans une moindre mesure, certaines bactéries (Pseudomonas, Bacillus, Shewanella) peuvent bioaccumuler des métaux lourds, les précipiter sous forme de sels insolubles ou les réduire (Desulfovibrio), voire les chélater en composés moins toxiques. Certaines espèces de poissons (poissons-anges) et d’invertébrés (crevettes, étoiles de mer) sont extrêmement sensibles à des dérives d’ammoniac et nitrites.
• Source de nourriture pour les invertébrés : de nombreux invertébrés suspensivores microphages actifs ou passifs, zooxanthellés ou azooxanthellés, se nourrissent de bactérioplancton. Les coraux (octocoralliaires et dans une moindre mesure les scléractiniaires SPS et LPS), les éponges, les tuniciers (figure 4), les bivalves (moules, bénitiers, huitres), les vers tubicoles, les échinodermes filtreurs (comatules, holothuries…), piègent les bactéries en suspension et s’en nourrissent. Les psammivores comme les holothuries (concombres de mer), étoiles de mer fouisseuses, gobies… et les détritivores (copépodes, amphipodes…) ingèrent les bactéries sédimentées dans le mulm au sein du sable et des roches.
• Symbiose bactérienne : Les bactéries symbiotiques occupent le mucus des coraux, assurant une prédigestion des proies, et le système digestif de nombreux organismes (poissons, coraux) pour décomposer les aliments et absorber les nutriments. De même elles contribuent à métaboliser des composés chimiques (soufre, azote…) au sein des invertébrés (nématodes, vers tubicoles, bivalves…) en les transformant en nutriments assimilables.
• Fixation directe d’azote : certaines bactéries fixatrices d’azote captent directement l’azote dissous issu de l’atmosphère ou de la décomposition de la MO. Associées aux coraux, elles convertissent via des enzymes le N₂ dissout en ammonium (NH₄⁺) et d’autres formes d’azote biologiquement disponibles pour le corail. Il s’agit là du quatrième mode de nutrition des coraux, indépendamment de la photosynthèse, de la capture ou de l’adsorption cellulaire de matière dissoutes.
• Prophylaxie : certaines bactéries probiotiques comme Lactobacillus, occupent des niches écologiques et contiennent la prolifération de bactéries pathogènes. Elles préviennent les infections et maintiennent le système immunitaire des poissons et invertébrés, dont les coraux.
• Production de substances antimicrobiennes : les bactéries de certains probiotiques sécrètent des substances antibiotiques naturelles qui inhibent la croissance des agents pathogènes, réduisant ainsi le risque d’infections chez les poissons (maladie des points blancs) et les coraux (nécroses tissulaires).
• Réduction des algues et cyanobactéries : les bactéries entrent en compétition avec les algues pour l’utilisation des nutriments (N, P), réduisant ainsi leur prolifération.
• Stimulant de ponte : certaines bactéries peuvent libérer des composés stimulant la reproduction chez les invertébrés.

3. Microbiote de l’aquarium récifal

Les bactéries occupent tous les compartiments de l’aquarium, depuis les biofilms des supports rocheux ou sableux, en suspension dans la colonne d’eau et au sein des coraux eux-mêmes.

3.1. Biofilms et mulms superficiels

3.1.1. Biofilms

Les biofilms sont des communautés de micro-organismes (bactéries, algues, champignons et parfois des protozoaires) qui adhèrent à une surface pour former une matrice composée principalement de substances polymériques extracellulaires (EPS) constituée de polysaccharides, de protéines, d’ADN extracellulaire et d’autres composants. Cette matrice protectrice leur permet de résister aux stress environnementaux (chocs thermiques, produits chimiques, agents antimicrobiens, etc.) et de conserver l’humidité dans certaines conditions, par exemple lors de l’exondation des coraux à marée basse.

Le développement des biofilms dans des environnements humides ou aquatiques procède en plusieurs étapes. Les bactéries libres (planctoniques) dans l’eau adhèrent aux surfaces immergées (adhésion primaire) de toutes sortes (roches vivantes, substrat, verre de l’aquarium, coraux, équipements), puis se multiplient (colonisation). Elles produisent des EPS, formant une matrice gluante qui consolide l’adhésion et protège les bactéries des conditions extérieures. Le biofilm développe une structure plus complexe avec des canaux pour l’échange de nutriments et l’évacuation des déchets (maturation). Sa structure est multicouche avec moins d’oxygène et plus de déchets organiques en profondeur. Les bactéries communiquent entre elles (quorum sensing) pouvant ainsi coordonner leur activité, se protéger ou déclencher la production de certaines substances en réponse aux changements environnementaux. Plus tard, certaines cellules ou portions du biofilm sont libérées (détachement) et colonisent de nouvelles surfaces (figure 5).

Une prolifération excessive du biofilm peut poser des problèmes. Par exemple, un biofilm trop épais réduit la lumière nécessaire organismes symbiotiques. Sa régulation impose une bonne gestion des bactéries (contrôle des nutriments, réacteur biologique, éclairage…) comme on le verra, et parfois le nettoyage des équipements encrassés (pompes, crépines, tuyaux…).

3.1.2. Mulms

Les mulms sont des accumulations de débris organiques en décomposition (déchets alimentaires, excréments…) et inorganiques (sable, boues) déposées au fond de l’aquarium ou dans les zones calmes. Contrairement à ce que l’on nomme les sédiments, les mulms contiennent une grande proportion de matières organiques. Ils hébergent une quantité de bactéries décomposeuses ainsi que d’autres micro-organismes et des particules non vivantes.

Les effets du mulm sont ceux des bactéries, déjà évoqué, notamment dans la décomposition de la matière organique et la libération des nutriments (nitrates, phosphates). C’est une source de nutriments pour les algues. Il contient une grande concentration de bactéries et d’autres micro-organismes, et sert de réservoir biologique pour d’autres bactéries bénéfiques.
Cependant, s’il n’est pas contrôlé il peut contribuer à une pollution avec de hauts niveaux de nitrates et phosphates, favorisant ainsi la croissance indésirable d’algues et de cyanobactéries.

Gérer le mulm par différents moyens : siphonner régulièrement le substrat (figure 6) pour éviter son accumulation excessive, assurer un brassage dans les zones d’accumulation, le maintenir sous contrôle avec une équipe de détritivores (invertébrés et poissons fouisseurs, crevettes, escargots, poissons limivores) pour remuer le substrat et consommer les matières organiques.

Biofilm et mulm en aquarium marin

3.2. Bactéries de la colonne d’eau : bactérioplancton

Les bactéries sont moins présentes dans la colonne d’eau que dans les biofilms recouvrant les surfaces. Issues de la libération des biofilms et des échanges avec les substrats, leur action est similaire. A l’instar des océans, la population bactérienne de la colonne d’eau constitue le bactérioplancton de l’aquarium.

3.2.1. Actions du bactérioplancton

Indépendamment des rôles attribués généralement aux bactéries, en suspension elles ont des effets plus spécifiques :

• Clarification de l’eau : L’effet est quasi immédiat. Les bactéries éliminent les particules organiques fines et décomposent les matières dissoutes. L’eau devient limpide et stable, favorisant la pénétration de la lumière et contribuant à la bonne santé de tous les organismes photosynthétiques.
• Echanges bactériens : transporté par le brassage, le bactérioplancton se disperse en tous points de l’aquarium, assurant des apports bactériens jusqu’aux substrats, et les échanges constants entre les bactéries en suspension, les surfaces, les mucus coralliens et tous les organismes.
• Bactérioplancton nourricier : De nombreux invertébrés suspensivores microphages (filtreurs), se nourrissent de plancton. Coraux, bivalves, vers à panaches, éponges, tuniciers, comatules… piègent les bactéries dans leur mucus ou les capturent avec leurs cils vibratiles. C’est d’ailleurs chez les octocoralliaires une source d’alimentation bien plus importante que le phytoplancton, et vitale pour certains invertébrés tels que les tuniciers et les comatules.
• Risque d’anoxie : un excès de matières organiques dans l’eau peut toutefois entraîner une prolifération bactérienne subite, non contrôlée, souvent visible sous forme d’eau trouble : bloom bactérien. Les bactéries consomment alors de grandes quantités d’oxygène dissous, mettant en danger les autres organismes, comme on l’évoquera plus tard. Il est donc essentiel de surveiller et limiter la charge organique dans la colonne d’eau.

3.2.2. Espèces bactériennes en suspension

Il existe toujours des échanges entre l’eau et les supports, et des biofilms se détachent dans la colonne d’eau. Même si la concentration des espèces du bactérioplancton est différente de celle des biofilms superficiels, une analyse de la colonne d’eau permet d’obtenir une cartographie approximative des bactéries présentes dans l’aquarium. Ainsi les analyses du microbiome telles que celles récemment proposées par le laboratoire Aquabiomics sont une avancée dans la compréhension de nos systèmes captifs.

Les analyse ADN de ce laboratoire révèlent un mélange complexe dans l’eau des aquariums testés, avec une moyenne de 400 espèces différentes par installation. Aquabiomics identifie 19 familles de bactéries représentant l’essentiel des communautés présentes dans l’eau des aquariums récifaux sains, c’est à dire dans lesquels invertébrés et poissons s’épanouissent (figure 7).

Il existe aussi une grande disparité du spectre des populations entre différents aquariums, variant dans un rapport un à sept pour les populations les plus diversifiées. Dans son étude How aquarium microbiomes differ, Aquabiomics a ainsi pu observer quatre groupes de spectres bactériens présents dans des aquariums globalement sains (figure 8).

Analyses des bactéries en aquariums récifaux.

Source : Aquabiomics

Source : Aquabiomics

3.3. Bactéries et coraux

Source : Kim B Ritchie

3.3.1. Le microbiote du corail

Le corail forme avec les microorganismes qu’il héberge (microbiote) un ensemble biologiquement cohérent (l’holobionte) à l’intérieur duquel s’opèrent de relations symbiotiques vitales.

Depuis les premières apparitions de maladies coralliennes à grande échelle, dans les Caraïbes, les chercheurs analysent le microbiote inféodé aux coraux. En effet, il impacte la vie du corail à plusieurs niveaux : notamment lors de la prédigestion, ainsi que pour ses défenses immunitaires puisque des pools bactériens sont en mesure de produire des antibiotiques contre les bactéries pathogènes.

3.3.2. Bactéries du microbiote corallien

Un immense panel d’espèces bactériennes peut être inféodé aux coraux. Pour autant leur spectre est limité et spécifique à chaque espèce de corail. Les bactéries ont  des fonctions différentes selon leur localisation (tissus, cavité gastrique, mucus, squelette). Rappelons que les bactéries ne sont pas les seuls microbiotes du corail. D’autres microorganismes hôtes du corail, contribuent également à sa santé : archées, eucaryotes unicellulaires (dinoflagellés), champignons…

Le microbiote du corail n’est pas exactement le reflet du panel bactérien observé dans la masse d’eau ou les surfaces. Par exemple, en milieu naturel, Kim B. Ritchie a observé la répartition des différentes espèces bactérienne relatives à Acropora palmata des Caraïbes : celles inféodée au mucus du corail (symbiotes), celle des visiteurs  pathogènes opportunistes, responsables de blanchiments dans l’étude, et celle présente dans l’eau de mer environnante (figure 9). Il s’avère qu’elles sont ici assez différentes.

L’équilibre bactérien du microbiote corallien est cependant très dépendant des conditions environnementales. Des différences dans la composition du mucus peuvent contribuer à réduire la capacité du corail à résister aux différents facteurs de stress au point de le rendre vulnérable face aux organismes pathogènes. Aussi, l’aquariophile doit tout mettre en œuvre pour conserver cet équilibre.

4. Espèces bactériennes marines

Toutes les bactéries, en suspension, sur les substrats, en biofilms, ou sur les animaux, contribuent de manière bénéfique ou maléfique sur la santé générale de l’aquarium et ses occupants. L’aquariophile se pose donc légitimement la question de savoir lesquelles son bonnes (bénéfiques), ou pas (pathogènes). La réponse à cette question ne lui permet malheureusement pas d’avancer beaucoup aujourd’hui, mais viendra le temps où les cartographies biologiques seront aussi courantes que les analyses chimique ICP.

4.1. Bactéries bénéfiques, probiotiques

Bactéries bénéfiques, "bonnes bactéries"

Ce sont celles qui contribuent globalement à la prospérité de l’aquarium : la qualité de l’eau, la croissance saine des organismes vivants, l’absence de maladies, l’équilibre biologique… Par exemple :

Source : Yuichi Suwa

• Des espèces agissant dans le cycle de l’azote et pour certaines, du phosphore :
  • celles oxydant l’ammoniac en nitrite : Nitrosomonadaceae : Nitrosomonas (figure 10), Nitrosococcus (environ 1,5 % du microbiome).
  • celles oxydant les nitrites en nitrates (Nitrobacter, Nitrospiraceae), 11 fois moins abondantes.
    Il s’agit ici de concentrations mesurées dans la colonne d’eau, donc non représentatives et plus faibles que ce que peuvent abriter les substrats.
  • celles dénitrifiant les nitrates en azote comme Pseudomonas, Paracoccus.
• Des espèces omniprésentes dans les milieux marins, participant aux processus de dégradation de plusieurs manières. Citons Thiobacillus denitrificans, une bactérie chimioautotrophe, anaérobie oxydant le soufre en sulfates par exemple dans les dénitrateurs au soufre ou les DSB.
• Des bactéries pourpres sulfureuses, anaérobies; oxydant le soufre en sulfates dans les couches profondes : Chromatium, Thiocapsa, Thiospirillum, Thiopedia, Lamprocystis, Marichromatium, Allochromatium) .
• Des bactéries pourpres non-sulfureuses contribuant à la dégradation des zones hypoxiques (sédiments, sable et substrats) : Rhodopseudomonas (figure 11), Rhodobacter, Rhodovulum, Roseobacter, Rhodospira, Erythrobacter, Oceanibulbus. N’intervenant pas particulièrement, ni directement, dans le cycle de l’azote, elles sont complémentaires, polyvalentes et efficaces dans la dégradation des MO sur un terrain qui leur est propre. Par exemple Rhodopseudomonas palustris (4), une espèce pas spécifiquement marine, peut basculer entre quatre types différents de métabolismes et s’avère intéressante dans de nombreux domaines dont l’aquariophilie marine.
• Des bactéries du traitement des phosphates. Selon leur rôle on trouve les bactéries solubilisatrices de phosphates (PSB) telles que Rhodobacter, Pseudomonas, Bacillus, Halomonas, Marinobacter, Alteromonas, Planococcus, Serratia, Acinetobacter, Klebsiella, Rhodobacter, Paracoccus, Thiothrix… et/ou accumulatrices de polyhosphates (PAB) Acinetobacter, Klebsiella, Burkholderia, Enterobacter, Bacillus, Synechococcus, Thiothrix…
• Des cyanobactéries : capables de fixer l’azote atmosphérique, fournissant ainsi une source de nutriments importante pour d’autres organismes dans l’aquarium, ingérées par les coraux et d’autres invertébrés, produisant de l’oxygène bénéfique aux organismes ou formant des biofilms, habitat de micro-organismes bénéfiques et nourriture pour les filtreurs.
• Des bactéries du mucus des coraux : par exemple des souches de Vibrio non pathogènes jouent un rôle protecteur contre des agents pathogènes potentiels.

Bactéries probiotiques, bonnes pour la santé

Source : Hydrospace

Une partie des bactéries bénéfiques est dite probiotique.Ce sont des souches sélectionnées et isolées pour leurs caractéristiques spécifiques, aux effets ciblés, plus facilement mesurables. Il s’agit plus particulièrement de celles nécessaires à la santé des hôtes (poisson, coraux et autres invertébrés) lesquelles, par exemple, impactent le métabolisme ou réduisent la prolifération des pathogènes. Par extension, l’aquariophilie y inclut les bactéries qui améliorent la santé générale de l’aquarium, notamment celles agissant sur le cycle de l’azote. La différence est ténue et finalement sans importance tant les interdépendances entre les microorganismes, sont nombreuses, parfois méconnues, mais toutes impliquées dans le même objectif de prospérité.

Les bactéries probiotiques appartiennent à différentes espèces parmi les genres  :

• Bacillus (B. subtilis, B. licheniformis) : favorisent la dégradation des déchets organiques et aident à stabiliser le cycle de l’azote,
• Lactobacillus (L. plantarum, L. rhamnosus) : bactéries lactiques contribuant à la fermentation de matières organiques et à la suppression de pathogènes.
• Enterobacter (E. cloacae) : participent à la décomposition des matières organiques et à la réduction des pathogènes.
• Rhizobium (R. leguminosarum) : aident à la fixation de l’azote et améliorent la qualité du substrat.
• Corynebacterium (C. glutamicum), Rhodopseudomonas : contribuent à dégrader les déchets organiques
• Pseudomonas (P. fluorescens) : dégradent des polluants.
• Nitrosomonas et Nitrobacter : essentielles au cycle de l’azote.
• Pseudoalteromonas, Alteromonas, Halomonas, Ruegeria, Pelagibacter, Endozoicomonas, Rhodopseudomonas palustris, Bacillus… : production d’antibiotiques du mucus corallien, contre des pathogènes.

4.2. Mauvaises bactéries et pathogènes

Les bactéries dites "mauvaises bactéries" regroupent les espèces aux effets indésirables. Certaines sont pathogènes quand elles causent la maladie, ou opportunistes quand elles deviennent nocives dans certaines conditions, ou simplement nuisibles si elles déséquilibrent l’écosystème.

Parmi les espèces pathogènes au-delà d’une certaine concentration.

• Pathogènes de poissons : Mycobacterium, Photobacterium damselae, Piscirickettsia salmonis, voire Pseudomonas et Aeromonas qui peuvent provoquer des infections cutanées chez les poissons et des nécroses. Les concentrations détectées dans des aquarium sains n’affectent pas leur santé.
• Pathogènes des coraux :
  • des espèces hôtes naturels de coraux (Vibrionaceae ex. Vibrio corallilyticus, V. shiloi, V. vulnificus) à une concentration normale n’affectant pas leur santé, mais potentiellement causes de blanchiment, et nécrose tissulaire.
  • des espèces non détectées dans les aquariums sains, introduites, impliquées dans les maladies des coraux (nécroses, gelées brunes…). Par exemple Serriata marcescens, Thalassomonas loyana (bande blanche),
• Pathogènes d’autres invertébrés. Parmi celles-ci Mycobacterium ou Aquarickettsia rohweri détecté sur des anémones, éponges. On sait cependant peu de leur présence en aquarium.

4.3. Bactéries marines diverses

Le tableau 1 propose un inventaire, bien entendu non exhaustif, de bactéries observées en milieu marin dans différents habitats, avec leurs rôles et fonctions dans l’écosystème.

5. Effets des bactéries indésirables

Un déséquilibre du spectre bactérien risque de libérer de l’espace pour le développement de bactéries indésirables, parfois pathogènes, contenue jusque-là et sans effet notable. L’action des indésirables dans l’aquarium peut se traduire de plusieurs façons :

5.1. Déséquilibre de l’aquarium

• Perturbation du cycle de l’azote : les bactéries pathogènes interférent avec les bactéries bénéfiques du cycle de l’azote entraînant des pics d’ammoniac et de nitrites, toxiques pour les poissons et autres habitants.
• Déséquilibre microbien : leur prolifération conduire au déséquilibre dans la communauté microbienne de l’aquarium perturbant les interactions entre les différentes espèces de micro-organismes, une réduction de la biodiversité microbienne et la résilience de l’écosystème.
• Production de toxines : Certaines bactéries produisent des toxines affectant la santé des poissons et des coraux.

5.2. Impact sur les occupants

• Stress, maladies des poissons : Les bactéries pathogènes sont sources de stress chez les poissons. Leur système immunitaire affaibli, ils sont plus sujets aux infections : maladie des points blancs (Cryptocaryon), ou de velours (Oodinium), pourriture des nageoires, infections cutanées… jusqu’à la mort des poissons.
• Maladies des coraux : les infections bactériennes se traduisent par des nécroses tissulaires lentes (STN Small Tissues Necrosis) et ouvrent la porte à certains parasites opportunistes responsables de dégradations rapides (RTN : Rapid Tissues Necrosis, gelées brunes…).
• Compétition pour les ressources : les pathogènes entrent en compétition avec les communautés de bonnes bactéries pour les nutriments et l’espace, entravant leur croissance et leur santé.
• Impact sur les invertébrés : crevettes, bivalves… peuvent être affectés par des infections entraînant des maladies et une mortalité.

6. Surveiller la qualité biologique de l’eau

Les moyens à notre disposition ne sont pas nombreux. L’identification nécessite du matériel et une expertise hors de portée de l’aquariophile moyen. Mais la haute technologie lui devient progressivement accessible. On peut toutefois rechercher quelques indices biologiques visuels..

6.1 Observation visuelle, bioindicateurs

La connaissance de notre aquarium et le comportement de nos protégés révèlent parfois quelques indications biologiques susceptibles de nous alerter :

• Comportements anormaux des poissons : une nage erratique, des frottements intempestifs, une décoloration, un faible appétit, l’isolement, une moindre dynamique et bien sûr des lésions cutanées, des ulcères… sont parfois des signes d’infection.
• Santé des coraux : des coraux avec polypes rétractés, des desquamations, de la gelée brune, des blanchiments… peuvent être le signe que des infections sont là et ont parfois déjà ouvert la porte à des parasites opportunistes.
• Cyanobactéries, dinoflagellés : ces organismes se développent lors de la dérive de paramètres chimiques, et bien souvent à la faveur de l’espace laissé vacant par les bactéries bénéfiques concurrentes.
• Film gras superficiel : il peut être révélateur d’une surcharge organique non prise en charge par les bactéries.
• Accumulation de mulm : bien souvent d’origine organique, l’activité bactérienne et les autres permet plus leur dégradation régulière.
• Prolifération d’algues : consommatrices de phosphates et nitrates, les algues ne sont pas assez concurrencées par les bactéries.
• Effluent d’écumeur : l’essentiel des protéines écumées est issu de la dégradation des bactéries. L’odeur des matières en décomposition est alors très forte, similaire à celle dégagée par une fosse septique. L’absence d’odeur, si elle n’est pas due à l’inefficacité de l’appareil, révèle très probablement une faible activité bactérienne, potentiellement insuffisante.
• Eau cristalline : c’est un signe d’une bonne activité bactérienne.

6.2. Microscopie optique

Culture bactérienne

L’observation peut nécessiter de réaliser une culture préalable. Pour ce on utilise un milieu de culture (géloses nutritives ou spécifiques), déposé dans une boite de Pétri. Le prélèvement est étalé sur le milieu de culture. On laisse incuber la culture dans la boite, dans un incubateur réglé à la température optimale pour les bactéries. Après quelques jours, des colonies bactériennes apparaissent, visibles à l’œil nu. On peut alors prélever ces colonies pour les observer au microscope. Malheureusement, la culture n’est pas le reflet de la population puisqu’une petite partie des bactéries présentes peut être cultivée.

Observation au microscope optique

Observer des bactéries de l’ordre de 1 µm demande un matériel spécifique et une certaine préparation.

• Matériel : Il faut disposer d’un microscope doté d’une optique d’excellente qualité, de grossissement au moins 1000x, muni d’un objectif à immersion dans l’huile pour une meilleure résolution, avec lames et lamelles de verre.
• Préparation :
  prélever (pipette…) un échantillon de l’environnement (eau, sol, biofilm, mucus, etc.), déposer une goutte sur la lame de verre et la couvrir d’une lamelle.
• Observation : les différents réglages (mise au point, éclairage, contraste) nécessitent un certain apprentissage. Les bactéries étant souvent transparentes, il est conseillé d’utiliser une coloration comme le Gram pour mieux les distinguer : Gram positif, les bactéries sont colorées en violet et Gram négatif, les bactéries sont colorées en rose.

Le Gram permet une classification des bactéries selon l’épaisseur de leur paroi cellulaire pour en évaluer leur degré de résistance (antibiotiques, agents chimiques), leur capacité à survivre dans des environnements hostiles, et leur potentiel effet infectieux. La densité et la diversité d’une population peut être évaluée par comptage ou avec des techniques plus sophistiquées. Dans l’impossibilité de les identifie, ces informations ne sont cependant pas d’un grand intérêt en aquariophilie marine.

6.3. Microscopie électronique

Plutôt que la lumière, cette technologie utilise des électrons d’où une plus grande résolution. Elle nécessite un microscope électronique à balayage (SEM) ou à transmission (TEM) qui permet d’observer le détail des structures internes et superficielles jusqu’à l’échelle nanométrique. L’échantillon est préparé selon des techniques spécifiques comme la fixation et la déshydratation avant l’observation.

Si le microscope électronique est un moyen d’analyser la morphologie des bactéries, leurs structures, leurs interactions avec l’environnement, ou l’adaptation de pathogènes dans le milieu, il ne permet pas de compter facilement les cellules ni d’identifier les espèces. C’est un instrument couteux exploité dans la recherche, mais inutile pour l’aquariophilie récifale.

6.4. Méthodes génétiques

Bien que les bactéries ne soient pas observées directement, les méthodes génétiques comme la PCR (réaction en chaîne par polymérase), PCR en temps réel, séquençage de l’ADN), sont parmi les plus précises et efficaces pour identifier et analyser les bactéries. Elles se basent sur l’analyse de l’ADN ou de l’ARN des bactéries, permettant une identification précise même pour des espèces non cultivables en laboratoire.

Avant l’année 2023, ce paragraphe aurait pu être uniquement documentaire pour nous simples amateurs aquariophiles. Ce n’est plus le cas. Une technologie de pointe : le séquençage de nouvelle génération, est aujourd’hui accessible aux aquariophiles marins.

Le séquençage de nouvelle génération (NGS, Next-Generation Sequencing) est une technologie de séquençage qui permet de lire rapidement des millions de fragments d’ADN ou d’ARN, contrairement aux autres techniques beaucoup plus lentes. Il nécessite des plateformes spécialisées : séquenceur NGS (figure 12), préparation et réactifs spécifiques, stockage et analyse informatique. Le NGS permet notamment le séquençage de génomes entiers (génomes humains, végétaux, animaux, etc.), l‘analyse de l’ADN ou de l’ARN pour profiler l’expression des gènes, et la métagénomique.
A l’instar de l’analyse ICP qui détermine la cartographie des composants chimiques de l’eau, le NGS établit celle des microorganismes. Une nouvelle porte pour une meilleure compréhension des systèmes de maintenance aquariophile.

Source : Aquabiomics

La métagénomique consiste à analyser de manière non ciblée des échantillons contenant l’ADN de communautés microbiennes complexes (bactéries, virus, champignons et autres micro-organismes). Elle permet d’obtenir des informations taxonomiques (identifier et caractériser la diversité microbienne) et d’analyser les fonctions génétiques présentes, afin de comprendre les interactions entre les micro-organismes dans leur environnement.

Ainsi, dans le cadre de l’aquariophilie récifale, le laboratoire Aquabiomics exploite depuis peu les équipements de séquençage de nouvelle génération (NGS) et l’approche métagénomique. Pour une centaine d’euros et un délai de plusieurs semaines, le laboratoire identifie les bactéries présentes dans l’eau de l’aquarium et leur concentration relative (figure 13) , il détermine sa normalité et propose des stratégies à engager. De plus, il est en mesure de séquencer l’ADN environnemental de l’aquarium pour analyser la communauté eucaryote (non bactérienne), y compris les parasites, notamment ceux impliqués dans les maladies des poissons et des coraux (RTN, STN).

7. Maintenir la population bactérienne

Indépendamment des caractéristiques de maintenance optimales (environnementales, chimiques, répartition spatiale, disponibilité des nutriments…), la qualité de l’activité bactérienne dépend de princiopes essentiel :

• Eviter le déséquilibre bactérien
• Diversité de la population bactérienne : les souches doivent être variées et complémentaires pour répondre à leurs différentes fonctions (dégradation de matières organiques, prophylaxie, cycles de N,P,C…).
• Densité de la population : pour que l’accomplissement de ces misions soit à la hauteur des nécessités (niveau de pollutions, de la prophylaxie…).

7.1. Eviter le déséquilibre bactérien

Les bactéries indésirables peuvent avoir des effets dévastateurs sur l’équilibre de l’écosystème de l’aquarium et sur la santé de ses habitants. Bien évidemment, la meilleure façon d’éviter les dérives est d’anticiper nos actions et de suivre quelques règles élémentaires :

• Maintenir la qualité chimique de l’eau : dans des conditions d’eau optimales avec des paramètres stables, à tous les niveaux (ammoniac, nitrites, nitrates, O₂) et en stabilisant les facteurs environnementaux (température, oxygène, pH, salinité…) aux rôles cruciaux dans la croissance et l’activité des bactéries. Tous les principes de maintenance sont bons, parmi lesquels :
  • Filtrations et traitements : Les systèmes mécaniques (micron filtres, papier…), physiques (écumeur, UV, ozone…), biologiques (réacteurs à bactéries, refuges algaux..) peuvent contribuer à maintenir une population bactérienne stable dans l’eau et sur les surfaces.
  • Qualité chimique : que ce soit par des changements d’eau ou une supplémentation régulière des composants.
  • Brassage : il contribue à la bonne dissolution des gaz (oxygène, gaz carbonique) et la distribution des nutriments en tous points, jusqu’aux bactéries
  • Alimentation raisonnée : un excédent non consommé entraîne une surcharge organique, des déchets, favorisant la prolifération bactérienne incontrôlée.
• Assurer l’hygiène biologique
  • Mains ou gants propres : les laver, les rincer voire les stériliser avant leurs manipulations dans l’eau.
  • Introduction de poissons et coraux sains : éviter l’apport de maladies et parasites (observations, quarantaine, traitements antiparasites, acclimatation, introductions maitrisées).

7.2. Maintenir l’activité bactérienne : des bactéries

En maintenance de routine

Un aquarium sain, équilibré, dont tous les habitants vivent et pospèrent de manière satisfaisante contient assurément toutes les bactéries nécessaires à son équilibre. Toutes les espèces indispensables son présentes, il est inutile d’en rajouter inconsidérément. Pour autant, bien que de nature plutôt résistantes et adaptables, certaines espèces peuvent régresser plus rapidement que d’autres en fonction de facteurs environnementaux (nutriments, compétion interspécifiques, prédation de protozaires, disponibilité en oxygène ou en zone anaérobies…).

Aquabiomics a mesuré une diversité bactérienne rapidement importante. Deux semaines après le démarrage avec des pierres vivantes, le niveau de diversité atteint 400 espèces bactériennes, comme dans un bac mature. Cette diversité devient cependant plus disparate après 1 à 2 ans, on mesure alors du meilleur au moins bien, pour se stabiliser autour de 150-200 espèces dans des bacs vieillissants. D’où l’intérêt de soutenir préventivement cette diversité. Une distribution de bactéries 2 à 3 fois par an suffit et plus souvent selon des évènements particuliers.

Après des évènements

Un certain nombre de situations de nature à déséquilibrer le spectre bactérien peuvent nécéssiter, au moins à titre préventif, de réintroduire ponctuellement des souches bactériennes selon les préconisations du fabricant.

• Mise en route de l’aquarium (cyclage) : Lors de la mise en place initiale de l’aquarium récifal, pour établir le cycle de l’azote.
• Changements majeurs dans la filtration : après remplacement ou nettoyage important des systèmes de filtration biologique (pierres vivantes, filtres).
• Ajout de pierres vivantes : elles peuvent introduire des bactéries bénéfiques mais aussi relarguer des matières organiques.
• Traitement médicamenteux : Certains traitements, en particulier les antibiotiques, peuvent tuer une partie des bactéries bénéfiques.
• Traitements oxydants : les UV, l’ozone… détruisent une partie de la population bactérienne et plutôt certaines souches selon la localisation des traitements.
• Introduction de poissons : l’augmentation de charge biologique peut nécessiter un soutien bactérien.
• Soupçons de pathogènes : l’observation visuelle énumérée ci-dessus permet d’envisager un rééquilibrage des espèces.
• Mortalité importante de la population : la décomposition rapide des matières organiques des poissons, coraux ou des autres invertébré décédés, peut provoquer une montée subite de l’ammoniaque et des nitrites.
• Nettoyage intensif ou changement d’eau massif : une partie de la population bactérienne peut être perturbée.
• Perturbation du sable vivant : ce qui libère des matières organiques et déstabilise les colonies bactériennes établies.
• Biocontrôle des pathogènes et parasites : l’invasion de microorganismes (dinoflagellés, cyanobactérie…) laisse penser à une déficience de certaines souches indispensables. En effet :
  • Les bactéries bénéfiques entrent en compétition directe pour les nutriments et l’espace avec les bactéries pathogènes et d’autres microrganismes indésirables. Elles agissent sur la dégradation des matières organiques dissoutes disponibles occupant leurs niches écologiques.
  • Certaines souches sont aussi en mesure de sécréter des substances antimicrobiennes naturelles (bactériocines, enzymes) inhibant la croissance de bactéries pathogènes comme Vibrio spp. ainsi que des parasites (dinoflagellés…).

Comment introduire des bactéries dans l’aquarium

L’introduction de bactéries en petit voume très concentré doit leur donner toutes les chances de se développer, sans perte.

1. Retirer toutes formes de filtration (mécanique, écumeur)
2. Stopper ou désactiver les traitements (UV, O3…).
3. Introduire les bactéries. Agiter les contenants. Le cas échéant, rincer l’ampoule dans l’eau de l’aquarium.
4. Stopper la circulation d’eau, si posible.
5. Laisser se déposer et se fixer les souches sur les substrats durant 1 heure.
6. Remettre en route.

7.3. Maintenir la densité bactérienne : du carbone

Les cellules des bactéries utilisent les nutriments pour se développer, parmi lesquels essentiellement azote (N), phosphore (P), et carbone (C) dans des ratios spécifiques. Il suffit que l’un d’entre eux soit carencé (facteur limitant) pour que la population décline au point de ne plus répondre à ses missions. Un spectre bactérien complet et équilibré n’y fait rien.

D’une manière générale, dans un bac non oligotrophe, l’eau contient suffisamment d’azote et de phosphore pour répondre aux besoins. Le carbone fournit l’énergie nécessaire aux bactéries hétérotrophes pour leur croissance et leur activité métabolique. C’est alors la disponibilité de ce dernier qui dicte la densité bactérienne.

En aquarium, le carbone est disponible sous les deux formes :

• Carbone organique : les molécules organiques (restes de nourriture, excréments, microalgues et phytoplancton en décomposition, et composés organiques dissous), toutes formées autour d’une structure de carbone, sont utilisées par les bactéries hétérotrophes comme source d’énergie pour leur métabolisme.
• Carbone inorganique CO₂ : Le CO₂ dissout est issu de la respiration cellulaire des organismes, de l’absorption du CO₂ issu des échanges avec l’air atmosphérique, de la minéralisation (décomposition) des matières organiques par les bactéries elles-mêmes, éventuellement d’un réacteur à calcaire. Les bactéries autotrophes fixent le CO₂ dissout.

Le carbone s’avère parfois insuffisant et devient le facteur limitant. Il convient de le maintenir à niveau nécessaire, éventuellement par ajouts, comme nous l’aborderons. Cependant tout ajout de carbone doit être mesuré et maitrisé. En effet l’ajout de carbone présente des risques non négligeables : le carbone doit être introduit de manière progressive et surveillée d’une part avec les tests de nutriments NO3 et PO4 de manière à tendre vers un système stable, et d’autre part avec l’observation attentive de la santé des coraux. Tout surdosage peut provoquer une prolifération bactérienne excessive à l’origine de blooms bactériens dangereux suivis d’une anoxie générale du milieu, mortelle.

7.3.1. En fonctionnement équilibré : pas d’apport de carbone

Un aquarium sain et prospère contient la quantité de bactéries nécessaires. Dans cette situation les sources de carbone répondent aux besoins il est alors inutile d’augmenter la population bactérienne par de quelconques ajouts.

7.3.2. Population bactérienne insuffisante : supports et carbone

Les effets énumérés plus haut d’une insuffisance de l’activité bactérienne, lorsqu’ils deviennent chroniques, imposent de revoir la stratégie de la maintenance selon plusieurs axes :

• Augmenter les supports bactériens.
• Piloter la production dans un réacteur biologique.
• Entretenir la production par ajout de carbone.

Supports bactériens

Lorsque l’azote et le phosphore sont disponibles aux taux normalement admis en récifal (NO3 de 5 à 10 mg/l et PO4 de 0,04 à 0,10 mg/l), l’ajout de supports poreux augmente la surface colonisable par les bactéries et donc, la densité de la population active, principalement pour réduire les nitrates et phosphates. Les matériaux sont variés, tels que :

• Substrats : sable et gravier : Les colonies se développent selon la granulométrie et l’épaisseur de la couche de sables.
• Roches : naturelles ou synthétiques, leur microporosité doit être suffisante pour assurer les conditions aérobie et anaérobie. La porosité détermine également la surface colonisable.
• Médias de filtration : les bactéries colonisent les médias (sable, mousses, céramique, granulats de charbon, zéolithe…) à grande surface spécifique, dans des filtres statiques ou des réacteurs biologiques.
  Les bioballes, boules généralement creuses avec une surface perforée ou nervurées s’avèrent d’utilisation pratique et facile. Cependant leur surface spécifique ne rivalise pas avec les médias poreux. Elles peuvent être chargées en bactéries qui se libèrent progressivement à l’usage. Utilisées en usage passif (dans un filet), dans un réacteur biologique et le plus souvent dans des filtres à ruissellement destinés à la nitrification.

Ajout de nutriments carbone

En présence de supports suffisants, si les bioindicateurs révèlent une activité bactérienne douteuse, il devient nécessaire d’augmenter la production par ajouts de sources de carbone que nous détaillerons plus loin. Ces ajouts peuvent se réaliser dans l’aquarium ou par injection dans l’aquarium en amont de la pompe de remontée, ou à l’entrée d’un réacteur biologique.

Réacteur biologique

Chargé de support bactérien, un réacteur biologique permet de mieux maitriser la production bactérienne à l’extérieur de l’aquarium, comme l’explique l »article Réacteur à bactéries (RAB). Plusieurs types de réacteurs sont dédiés à des objectifs différents.

• Réacteurs à bactérie (RAB) à charbon : le substrat en grains de charbon est soulevé légèrement en lit fluidisé
• Réacteur à zéolithe (RAZ)…) : le substrat de granulats durs en zéolithe est périodiquement secoué, de telle sorte que le biofilm se décolle régulièrement.
  La production bactérienne est soutenue par ajout régulier de sources de carbone telles que dans la méthode VSV (vodka, sucre, vinaigre), par microdosage. L’article Carbone et aquariophilie récifale détaille le sujet.
• Réacteur à biopellets : les biopellets sont des granulés, polymères dégradables, contennant des sources de carbone. Les bactéries se développent, dégradent progressivement les pellets à leur contact et absorbent carbone inclus. La méthode est facile à mettre en oeuvre. Cependant, elle ne permet pas un ajustement précis des nutriments selon le besoin.
• Dénitrateur autotrophe au soufre (DAS) : il repose sur la dénitrification réalisée par des bactéries anaérobies (Thiobacillus), utilisant du soufre élémentaire comme source d’énergie et les nitrates pour produire de l’azote gazeux, libéré dans l’atmosphère, et des sous-produits moins nocifs comme les sulfates (SO₄^2-). Le débit doit être maitrisé pour être efficace. Une seconde chambre contenant du calcaire (CaCO₃) compense l’acidification produite par les sulfates en libérant des ions calcium (Ca²⁺) et des bicarbonates (HCO₃⁻), stabilisant ainsi le pH à la sortie du réacteur. Ce système est le plus souvent utilisé en présence d’aquariums pollués par une densité importante de poissons.

8. Sources de bactéries

Peu de choix s’offrent à l’aquariophile et bien souvent nous ne savons pas exactement les bactéries que nous introduisons. Aussi, il peut être intéressant d’utiliser des sources différentes, de toutes sortes. Plusieurs options se présentent :

8.1. Bactéries commerciales

Bactéries vivantes

Elles sont introduites sous forme de solutions liquides contenant des souches actives. Elles sont immédiatement prêtes à agir dès leur introduction dans l’aquarium et colonisent rapidement le système. Cependant il y a un risque plus élevé de les contaminer accidentellement avec des pathogènes ou des micro-organismes indésirables, depuis leur production, conditionnement, stockage, jusqu’à l’utilisation. Elles doivent être conservées au frais et utilisées rapidement après leur achat.

Bactéries en dormance

La dormance est un état naturel durant lequel les bactéries suspendent leurs activités métaboliques, lorsque les conditions ne sont pas adéquates. Elles restent vivantes et viables plusieurs années, supportant de fortes variations des conditions environnementales (température, lumière…). La mise en dormance des souches aquariophiles se fait est en général par lyophilisation (séchage par congélation), ou introduction dans des liquides isolants, protecteurs et conservateurs.

• Forme lyophilisée, sèche : . Les bactéries sont congelées puis sublimées à l’état gazeux pour perdent 98% de leur humidité puis totalement séchées. La déshydratation les mets en état de dormance permettant de les préserver en une forme stable et sèche
  Elles sont proposées sous forme de poudre ou de granulés facile à doser selon les besoins. Elles peuvent être stockées de longues périodes plusieurs années, à température ambiante, sans perte d’efficacité, ce qui les rend plus pratiques à conserver et finalement d’un coût plus abordable. Le processus de déshydratation élimine les organismes indésirables et sont moins facilement contaminables.
  Après introduction dans l’aquarium elles mettent un certain temps, de l’ordre quelques heures, pour se réhydrater et sortir de leur dormance pour retrouver leur activité métabolique et commencer à se reproduire puis coloniser.
• Forme liquide en ampoule de verre : les bactéries sont mises en dormance dans un milieu aqueux avec des substances protectrices (sucres, agents cryoprotecteurs) préservant l’intégrité des cellules bactériennes. Durant le processus de conditionnement les bactéries sont conservées sous argon dans l’impossibilité de contamination ni contact avec un oxydant, jusqu’au scellement de l’ampoule de verre par fusion. Ce qui garantit la parfaite intégrité du produit durant quelques années de conservations. Les ampoules sont pré-dosées. Déjà hydratées les bactéries sont rapidement active en une heure.
• Formes gel : les cellules bactériennes sont stabilisées par ajout de stabilisant pour renforcer leur résistance aux traitements ultérieurs. Elles sont ensuite encapsulées ou immobilisées dans un fluide gélatineux protecteur tel que l’alginate issu d’algues brunes. Le gel préserve les bactéries de l’environnement extérieur et les maintenant en dormance jusqu’à leur utilisation. Le fluide gélatineux est plus ou moins solidifié sous forme semi liquide, gel semi solide ou microcapsules, par un traitement spécifique (ex. ions calcium). Puis il est conditionné en tubes, sachets ou pots, normalement sous atmosphère contrôlée. Les gels sont d’utilisation facile et assurent une diffusion lente, et régulière dans l’aquarium.

Produits commerciaux

Le choix est vaste, des plus dilués aux plus concentrés, contenant le plus souvent des bactéries en dormance, sous plusieurs formes mais au contenu souvent mystérieux. Les fabricants proposent des produits polyvalents ou au contraire spécialisés pour une application donnée (démarrage rapide d’un aquarium, maintenance générale, dégradation des matières organiques, action sur le cycle de l’azote, clarification d’eau, traitement des sables ou probiotiques. Il s’agit de notions vagues qui laissent supposer que le produit contient des souches sélectionnées pour le travail en question.

Mon avis personnel est pourquoi limiter le spectre bactérien quand un produit composé de nombreuses souches permet une action globale et des actions diversifiées, d’autant plus que les souches sont souvent polyvalentes. Quoi qu’il en soit, les souches se développeront ou dépériront selon les conditions environnantes.

Quelques marques

Conformisme, comportement grégaire, effet de mode… certains produits sont plébiscités par des aquariophiles sans argument tangible. Il faut reconnaitre qu’une minorité de marques annonce la composition bactérienne. Contre l’obscurantisme et pour la compréhension de notre maintenance je privilégie ces dernières. Je serais heureux de citer celles que j’aurais omises. Parmi les communicants, citons :

• Tropic Marin Nitribiotic qui contient la bactérie polyvalente Bacillus subtilis, Nitrobacter, la probiotique Lactobacillus, des anaérobies dites bactéries pourpres et des levures Saccharomyces.

Des analyses ADN ont récemment été initiées par des particuliers. Le forum Bottle bacteria result du site Humble.Fish regroupe des analyses du microbiome de quelques références commerciales. Certains résultats sont surprenants et parfois décevants pour des marques renommées. Retenons les produits comportant un spectre étendu de bactéries :

• Prodibio Biodigest contient plus de 20 souches (confirmé par la société) ce qui rend le produit polyvalent avec tous les avantages conférés par le conditionnement stérile en ampoules de verre.
• Arka Microbe-Lift Special Blend contient plusieurs souches dont des bactéries pourpres non-sulfureuses Rhodopseudomonas palustris, très polyvalentes et complémentaires, en de nombreux points bénéfiques, à forte odeur nauséabonde.
• BEA (Bio-Ingénierie-Aquaculture) : cette société conçoit et communique (5) sur une gamme de produits étudiés pour l’aquariophilie, dont des bactéries Aequilibrium pour le cycle de l’azote, la dégradation avec d’autres souches en projet.
• Tim’s One and Only (sensé ne contenir que des bactéries nitrifiantes).
• Hydrospace PNS ProBio, similaire au précédent.

La diversité de bactéries bénéfiques est toujours un atout. Il n’y a aucun risque à mélanger plusieurs sources commerciales, avec l’espoir que des souches complèteront celles présentes dans l’aquarium.

Quelques bactéries commerciales.

8.2. Prélèvement dans un bac sain

Prélever dans un aquarium mature et prospère permet d’obtenir avec assurance un spectre nécessaire et suffisant pour la maintenance. L’aquarium doit présenter certaines garanties : des animaux sains et en développement, de la biodiversité et une totale absence de maladies, parasites, nécroses.

Il suffit de prélever un peu d’eau, des algues, et mieux une roche que l’on plongera proche du décor dans son propre aquarium.

8.3. Prélèvement dans la mer

Prélever sur les côtes locales

Sauf à considérer des conditions extrêmes (zones polaires, abysses…) on retrouve de nombreuses espèces marines identiques dans tous les Océans. Bien que spécialisées pour certains environnements (Méditerranée, Mer Rouge, Pacifique…), leur plasticité métabolique permet d’ajuster leurs fonctions biologiques en fonction des nouvelles conditions environnementales, comme la température, la salinité ou la disponibilité des nutriments.

Ainsi, prélever sur nos côtes méditerranéennes ou atlantiques garantit de trouver un large panel de souches tropicales marines, viables en aquarium récifal.

Prélèvements et règlementation

La loi française n’interdit pas les prélèvements d’eau de mer en dessous d’une limite très large, bien au-delà du besoin d’un aquariophile. Sauf autorisations locales, la règlementation interdit de prélever des roches ou du sable vivant ou inerte, des roches, voire parfois des algues (le prélèvement des plantes posidonies est interdit) notamment dans les zones protégées. Il s’agit d’éviter le déséquilibre des écosystèmes dus à des prélèvements importants. Se renseigner auprès des mairies de la règlementation locale relative à un prélèvement occasionnel à des fins personnelles.

S’agissant de bactéries un prélèvement raisonnable d’eau, de sable vivant, de boue, de coquilles d’huitres, d’algues semble parfois permis.

Coloniser en mer un support inerte

Faute de prélever dans le milieu marin, on peut tout aussi bien lui demander de bien vouloir coloniser un support inerte qu’on lui aura confié.

1. Choisir le substrat : inerte poreux (pierre morte, céramique, aragonite, médias de filtration…), ou une éponge naturelle ou synthétique
2. Substrat propre : le nettoyer avant immersion.
3. Proche des rochers : souvent riches en communautés microbiennes. L’eau de mer naturelle contient assez de nutriments pour favoriser la colonisation bactérienne.
4. Emplacement à moyenne modérée : le brassage doit être suffisant pour assurer le flux de nutriments, mais non violent. Les cellules se fixeront plus facilement.
5. Zones à moindre éclairement : pour ne pas favoriser les algues.
6. Laisser coloniser : une durée variable selon l’objectif à atteindre et le cycle détaillé ci-après.
   • Pour seulement ensemencer l’aquarium de destination : après quelques jours le substrat pourrait déjà être transféré vers une cuve temporaire pour parfaire l’implantation, ou dans l’aquarium dans la mesure où les nutriments sont présents et suffisants.
   • Pour préparer des supports bactériens vivants, destinés au démarrage d’un nouvel aquarium, poursuivre l’implantation en mer durant 2 semaines à un mois.
7. Nettoyer légèrement le substrat : éventuellement s’il est colonisé de nuisibles, mais conserver leur population bactérienne naturelle, voire également la méiofaune, autant que possible.
8. Récolter les bactéries : il n’est pas question ici de collecter spécifiquement telle souche mais plutôt l’ensemble de la colonie avec présente avec la biodiversité qui l’entoure. Introduire le substrat dans l’aquarium près des roches ou dans la cuve technique.

9. Cycle de colonisation des bactéries

La stabulation varie selon l’état des bactéries (en dormance, ou pas), l’objectif à atteindre. Il peut varier de quelques jours si l’on souhaite juste réaliser un transfert de bactéries à quelques mois pour une situation stable de l’aquarium.

1. Réhydratation (0 – 30 mn) : les bactéries en dormance sous forme lyophilisées se réhydratent dans un premier temps.
2. Réactivation métabolique (0 – 6 heures) : le réveil des fonctions cellulaires minimales (perception du milieu, réparation des structures internes).
3. Adaptation (6 – 12 h) : la cellule s’ajuste au nouvel environnement, active les gènes utiles, détecte les sources de nutriments et prépare la division. Elle interagit avec les surfaces (sédimentation, interactions électrostatiques) le contact est alors transitoire, réversible.
4. Adhérence (12 – 24 h) : les structures d’adhésion entrent en jeu. L’adhésion aux substrats est stable, irréversible. Les cellules sont actives mais pas encore en division exponentielle.
5. Colonisation :
   1. Formation du biofilm (> 24 h) : le début de la colonisation opère rapidement, surtout si l’eau est riche en matières organiques dissoutes ou en particules fines.
   2. Implantation (1 semaine) : les premières communautés bactériennes sont bien établies. À ce stade, les bactéries aérobies dominent souvent, notamment celles qui participent à la dégradation de la matière organique et au cycle de l’azote.
   3. Densification (2 à 4 semaines) : la colonisation bactérienne devient plus dense, et la diversité des espèces augmente. Les biofilms bactériens se forment, stabilisant les colonies bactériennes. Des bactéries anaérobies commencent à coloniser les zones plus profondes des substrats poreux, moins exposées à l’oxygène. Dans le cycle de l’azote, la nitrification devient plus active. Les bactéries convertissent l’ammoniaque en nitrite, puis en nitrate.
   4. Equilibre (4 à 8 semaines) : La colonisation bactérienne atteint un équilibre stable. Les bactéries nitrifiantes et dénitrifiantes sont bien présentes dans les substrats poreux. La profondeur de colonisation anaérobie peut varier de moins de 1 millimètre à plus d’un centimètre selon la finesse de la porosité et l’épaisseur du biofilm captant l’oxygène présent. À ce stade, le substrat est souvent suffisamment colonisé pour servir de base au maintien du cycle de l’azote dans un aquarium récifal.
   5. Résilience microbienne (2 à 3 mois) : dans la mesure où la population est augmentée progressivement, avec des polutions en rapport avec le développement bactérien, l’activité atteint son plein potentiel pour une maintenance stable et durable. Le microbiote de l’aquarium atteint une maturité fonctionnelle suffisante pour assurer la résilience microbienne, permettant d’absorber sans déséquilibre majeur les variations de charge organique ou les micro-pollutions.

En aquarium on peut en déduire les points suivants :

• Les bactéries commerciales (en dormance) nécessitent environ 12 heures pour adhérer et s’implanter efficacement. Durant ce délai, nous devons permettre aux souches de se fixer (écumeur et filtres déconnectés) et bien sûr sans être dégradées (traitements oxydants UV, ozone… stoppés). Sans quoi la colonisation sera probablement plus longue, à partir des quelques cellules épargnées.
• Introduire des biofilms à partir d’une préculture de 1 à 3 jours permet d’obtenir une population immédiatement opérationnelle, de ne pas stopper trop longtemps les équipements de filration et d’optimiser nos précieuses bactéries.

10. Sources de carbone

Des sources de carbone sont naturellement présentes dans l’aquarium ou ajoutées intentionnellement pour augmenter la population bactérienne :

10.1. Sources de carbone issues de l’aquarium

• Matières organiques dissoutes (DOM) : les déchets organiques produits par les poissons, les invertébrés et les coraux (excréments, déchets alimentaires, mucus), se décomposent en carbone organique dissous dans l’eau.
• Photosynthèse des algues : les algues (Chaetomorpha, Caulerpa) produisent des composés organiques (glucides…) constitués de carbone.

10.2. Sources de carbone ajoutées

Il existe un grand nombre de composés carbonés, les bactéries étant plus ou moins réceptives à certaines sources particulières. Le glucose semblerait plus efficace dans le dévelopement de bactéries fixant les phosphates. Des simulations en laboratoire ont révélé une prolifération de bactéries pathogènes en présence d’une forte augmentation de carbone organique. Bien évidemment, il n’est pas ici question de surdoser le carbone plus que nécessaire, mais seulement de retrouver un équilibre biologique. Dans la pratique le glucose et l’acétate sont souvent utilisés car facilement assimilables par une très grande variété de bactéries qui rencontrent régulièrement ces molécules issues de la lyse d’autres cellules vivantes.

Parmi les possibilités :

• Alcools : vodka à 40 % éthano;
• Sucres : monosacharides (glucose, fructose), disacharides (saccharose ou sucre blanc) et polysacharides (agar, alginates, amidon…);
• Acides aminés : privilégier les acides aminés essentiels (histidine, leucine, isoleucyne, lysine, méthionine, thréonine, valine) que les coraux ne synthétisent pas, ainsi que ceux utiles dans le métabolisme (arginine, glutamine, glycine, cystéine, tyrosine);
• Acides organiques : acétique (vinaigre), maléique, lactique;
• Hydrolysats de protéines dérivés de la décomposition des protéines;
• Formules commerciales telles que Red Sea NoPox..

La composition d’une recette de sources de carbone (ex. méthode VSV) peut être modulée pour obtenir une valeur énergétique cible. Il faut alors tenir compte de la quantité du composant et de sa valeur énergétique. Par exemple un carré de sucre de 6 g est l’équivalent de 96 ml de vinaigre à 7° et à 8,5 ml de vodka à 40°. L’article Carbone et aquariophilie récifale vous en dira plus.

11. Bloom bactérien causes, risques

Un bloom bactérien est une prolifération rapide et massive de bactéries dans l’eau, créant une apparence trouble ou blanchâtre. Ce phénomène est fréquent lorsque l’équilibre biologique est perturbé. Voyons ses causes et les risques associés en aquariophilie récifale :

11.1. Causes d’un bloom bactérien

• Excès de nutriments nitrates, phosphates : Les bactéries se multiplient rapidement en présence d’une surabondance de nitrates et phosphates qui peuvent provenir de suralimentation, de décomposition des déchets (aliments non consommés, excréments, etc.), des matières organiques en décomposition, comme des poissons morts non retirés.
• Excès de nutriment carbone : suite à un ajout volontaire de sources de carbone pour stimuler la croissance des bactéries (sucre, éthanol, acide acétique…), un excès de CO₂ (réacteur à calcaire mal réglé, réduction du pH) ou dans un espace mal ventilé, notamment quand le milieu est riche en nutriments.
• Ajout excessif de bactéries : quand il est massif, par exemple à partir d’une culture de bactéries.
• Manque d’oxygène ou déséquilibre chimique : Les niveaux d’oxygène bas ou un déséquilibre des paramètres de l’eau (pH, KH, température) peuvent provoquer instabilité et une mortalité laissant le champ à d’autres bactéries se développant rapidement.
• Perturbation du cycle de l’azote : dans aquarium nouvellement installé ou après une intervention majeure (changement d’eau massif, nettoyage des filtres biologiques, etc.).

11.2. Risques et effets associés à un fort dévelopement bactérien

Une augmentation rapide et importante de l’activité bactérienne, même sans relever de bloom prononcé, peut conduire aux effets suivants :

• Trouble de l’eau : l’eau trouble diminue la pénétration de la lumière dans l’aquarium et affecte la photosynthèse des organismes photosynthétiques (algues, zooxanthelles).
• Anoxie : Les bactéries consomment de l’oxygène pour se développer. Un bloom bactérien se traduit par la chute du redox. Il peut rapidement épuiser l’oxygène dissous (anoxie) dans l’eau et entrainer une asphyxie et la mort des poissons et des invertébrés, surtout la nuit quand les algues et les coraux n’en produisent pas.
  Dans un tel scénario, on devrait immédiatement augmenter le brassage, améliorer l’oxygénation (écumage) voire injecter des agents oxydants (oxygène, ozone, eau oxygénée) mais de manière réfléchie et maitrisée.
• Déséquilibre du cycle de l’azote et phosphore : ce déséquilibre peut se traduire par une baisse drastique des nitrates, voire une inversion des taux de nitrates et phosphates, entrainant l’apparition de cyanobactéries avec les effets collatéraux. Une baisse des bactéries nitrifiantes responsables de la décomposition de l’ammoniac et des nitrites, élève rapidement les taux à un niveau toxique mortel. Par ailleurs, une carence en phosphore ne permet plus les métabolismes des organismes vivants.
• Mort subite de bactéries : Si les conditions changent soudainement (par exemple, une diminution rapide des nutriments), une partie des bactéries peut mourir massivement, relâchant des matières organiques dans l’eau et augmentant les niveaux de toxines (ammoniac, nitrites) et de CO2 pouvant entrainer la mort des organismes présents.

Toutes les dispositions précédemment citées pour éviter le déséquilibre bactérien sont de nature à éviter un bloom.

12. Cultiver des bactéries massivement

12.1 Quand produire des bactéries en masse

La prolifération naturelle des bactéries dans un aquarium, avec les nutriments disponibles, de manière progressive et équilibrée, au rhytme des reproductions cellulaires, est préférable à toute autre méthode. On peut pourtant vouloir cultiver des bactéries en grande quantité en certaines occasions :

• Ensemencer des pierres inertes ou du sable lors du démarrage d’un aquarium ou d’un ajout de pierres sans perturber l’équilibre installé.
• Produire du bactérioplancton : pour nourrir certains invertébrés filtreurs, parfois azooxanthellés.
• Lutter contre des microrganismes : distibuer de façon maitrisée, surtout en fin de traitement, des bactéries sélectionnées comme bénéfiques afin de réoccuper l’espace conquis par des organismes indésirables (bactéries pathogènes, cyanobactéries, dinoflagellés…).

Produire des bactéries dans un récipient hors aquarium, quels que soient les dosages de carbone, na pas d’impact sur l’aquarium. En effet, on introduit dans ce dernier essentiellement des bactéries et peu de carbone proportionnellement au bac. Attention ! Pratiquée de manière inconsidérée, l’introduction massive de bactéries dans l’aquarium présente toutefois les risques précédemment cités. Il convient de procéder par étapes en introduisant peu au début. Il est impértif d’observer les effets à court terme sur le bac et les occupants (coraux…), de d’observer la tendance du pH, de mesurer les taux de nitrates et phosphates, et de les maintenir à niveaux corrects. Dans ces conditions, cette méthode a contribué à éradiquer une forte invasion de dinoflagellés Prorocentrum et Amphidinium pour retrouver quelques jours plus tard une situation gérable évoquée dans Eliminer les dinoflagellés en aquarium récifal..

12.2 Comment produire des bactéries en masse

Un protocole pour favoriser une croissance bactérienne importante tout en gardant un écosystème stable peut se dérouler ainsi :

1. Remplir d’eau de l’aquarium un récipient en matériau inerte.
2. Le placer à température de l’aquarium, dans la cuve technique ou chauffage individuel.
3. Oxygéner avec un bulleur.
4. Introduire des supports bactériens éventuellement : par exemple un produit que l’on pourra essorer tel qu’une mousse à cellules ouvertes, une éponge, un treillis en plastique compatible (PP, PS…).
5. Ajouter une ou plusieurs compositions concentrées de bactéries du commerce ou prélevées par ailleurs.
6. Ajouter quotidiennement des nutriments carbone pour multiplier les bactéries hétérotrophes
   1. Alcool : Une dose régulière d’alcool (vodka), 5 ml pour 5 litres d’eau.
   2. Acide acétique : une dose régulière de vinaigre blanc, 5 ml pour 5 litres d’eau.
   3. Sucre : 6 g de sucre blanc pour 5 litres
   4. Acides aminés : environ 5 ml pour 5 litres d’eau. Il s’agit d’une base approximative sans connaissance du contenu.
   5. Produits commerciaux contenant des sources de carbone, voire des enzymes (Bioptim, NoPox, UltraBack,
7. Prélever 1/3 de la culture : à partir de 3 jours la population est suffisamment développée pour utilisation.
8. Utiliser la culture : selon l’usage la culture peut être utilisée en totalité (ensemencement de pierres inertes) ou partiellement en dosant ou essorant l’éponge.
9. Entrenir la culture et, si besoin, poursuivre les étapes.
10. Remplacer par 1/3 d’eau de l’aquarium pour entretenir la population.
11. Ajouter les nutriments quotidiennement :
    1. Sources de carbone : comme ci-dessus
    2. Sources de nitrates et de phosphates. Par exemple : remplacer 1/3 de l’eau par celle de l’aquarium, ajouter de petites quantités de nourriture, d’engrais spécifiques pour bactéries ou bien des adjuvants tels que Nitrate+ et Phosphate+.
12. Surveiller la production : présence de biofilm sur les parois et supports, trouble de l’eau, agrégats bactériens flottant… La production étant dissociée de l’aquarium, il n’y a pas de risque en cas de surproduction.
13. Ajuster les dosages de nutriments dans la culture en conséquence.
14. Surveiller les effets dans l’aquarium : observer le comportement des occupants, l’état des décores. Mesurer régulièrementlesles taux de NO₃ et PO₄ et ajuster la quantité de bactéries en conséquence.

Culture de bactéries en bac annexe.

Sujet complexe et vaste, j’espère que ces microorganismes auront moins de secrets pour vous.

En savoir plus

• 1: The Core Microbiome of a Saltwater Aquarium – Aquabiomics
• 2 : How Aquarium Microbiomes Differ – Aquabiomics.
• 3 : Insights into the coral microbiome: Underpinning the health and resilience of reef ecosystems – David G. Bourne, Kathleen M. Morrow, Nicole S. Webster
• 4 : System-level analysis of metabolic trade-offs during anaerobic photoheterotrophic growth in Rhodopseudomonas palustris
• 5 : L’holobionte et l’équilibre invisible : les bactéries dans l’aquarium récifal marin – Nicola Lo Duca. BEA, 05/2025

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1. Les rayons ultraviolets (UV)

Les avantages du traitement par rayonnement UV sont connus. Pour mémoire, le soleil émet 5 % de son rayonnement sous forme d’ondes UV (les ultraviolets) plus courtes que la lumière violette du spectre visible. Les rayons UV de 390 à 100 nm, se déclinent en UV-A (400-315 nm), UV-B (315-280 nm) et UV-C (280-100 nm). La couche d’ozone laisse passer essentiellement des UV-A et une petite proportion d’UV-B. S’ils sont nécessaires en petite quantité pour l’homme, ils sont dommageables en exposition prolongée, et l’humain doit s’en protéger avec des lunettes, des crèmes protectrices… Plus la longueur d’onde du rayonnement UV est courte, plus elle a d’énergie, et plus elle est dangereuse pour les organismes, c’est dire que les UV-C sont très dangereux. Leur usage impose de s’en préserver par tout moyen.

2. Résistance des microorganismes marins

Les UV-C agissent sur les acides nucléiques (ADN/ARN) de la plupart des cellules (bactéries, virus, protozoaires…). Ils endommagent le matériel génétique des microorganismes les empêchant de se reproduire et/ou d’assurer une partie de leur fonction métabolique. On parle d’inactivation du microorganisme. L’UV-C détruit les microorganismes avec un pic d’efficacité vers 257 nm, longueur d’onde des lampes destinées à la stérilisation.

Bien que naturellement non exposés aux UV-C et donc sans défense naturelle, les microorganismes marins résistent plus ou moins selon leurs mécanismes de réparation de l’ADN, de la production de pigments protecteurs, de leurs structures protectrices et de leur production d’antioxydants.

Les virus, les bactéries pathogènes communes et certains champignons sont plus vulnérables. Les microorganismes tels que les dinoflagellés, ostracode, nématodes ont une résistance à peine meilleure. Les mécanismes de protection (exosquelettes, pigments protecteurs) et de réparation de la méiofaune benthique (amphipodes, copépodes…), bien que plus performants, n’assurent apparemment pas une résistance suffisante pour les protéger complètement contre une exposition à peine plus intense.

2.1. Dose d’inactivation

Les dinoflagellés peuvent éprouver des difficultés à se reproduire lorsqu’ils sont exposés à une dose de rayons UV suffisamment élevée pour causer des dommages et inhiber la reproduction, mais pas au point de provoquer leur mort immédiate. Cette dose non létale est dite d’inactivation. Cela peut se manifester par une réduction du taux de division cellulaire, des anomalies dans le processus de mitose, ou des mutations qui inhibent leur capacité à produire des descendants viables.

L’effet exact dépend de plusieurs facteurs, tels que l’espèce du dinoflagellé, la durée d’exposition, l’intensité des UV, et la capacité des cellules à à réparer les dommages causés par les UV-C. Cependant ce dosage peut ne pas être totalement efficace pour plusieurs raisons :

• Effet limité : L’irradiation UV à une dose non létale peut inhiber la reproduction de certains dinoflagellés, mais elle ne les tue pas directement. Cela signifie que les dinoflagellés irradiés peuvent survivre et, dans certains cas, récupérer avec le temps, ce qui limiterait l’efficacité de la méthode pour réduire leur population de manière significative.
• Réparation de l’ADN : Certaines espèces de dinoflagellés ont des mécanismes de réparation de l’ADN assez robustes, ce qui pourrait leur permettre de se remettre des dommages causés par l’exposition aux UV et de recommencer à se reproduire.
• Hétérogénéité de l’exposition : Il est difficile de garantir que tous les dinoflagellés reçoivent une dose uniforme de rayons UV. Certains peuvent être exposés à des doses insuffisantes pour affecter leur reproduction, tandis que d’autres peuvent être surexposés, ce qui complique la gestion de leur population.

Je n’ai pas trouvé d’étude spécifique sur la dose d’inactivation des dinoflagellés. Elle pourrait être de l’odre de 10 J/m² maximum.

Dose létale

La quantité d’énergie UV-C nécessaire pour tuer, dépend du type de microorganisme. Il existe peu de données exploitables en aquariophilie marine. On pourra retenir les approximations les doses suivantes :

• Champignons, bactéries : 10 à 200 J/m². La règlementation française impose 205 J/m² pour la potabilisation de l’eau.
• Virus : environ 50  J/m².
• Protozoaires : 50 à 200 J/m².
• Vers parasites, nématodes : 200 à 1000 J/m²
• Algues vertes, brunes : de 50 à 3000 J/m²

2.3.Effets secondaires

L’exposition aux UV pourrait affecter d’autres organismes présents dans l’environnement, en perturbant les écosystèmes aquatiques et en causant des dommages à des espèces non ciblées, y compris des micro-organismes bénéfiques.

L’usage montre que ces effets sont tolérables. Selon la méthode décrite, le déséquilibre bactérien n’affecte pas la dénitrification ni la résistance des coraux. La microfaune et méiofaune ne semble pas atteinte au point d’affecter son impact sur le fonctionnement de l’aquarium.

3. Objectifs et principes du "balai UV"

L’objectif initial est de traiter sous rayonnement UV-C, les dinoflagellés qui se regroupent au fond de l’aquarium, notamment sur le sable, au plus fort de l’éclairement dans la journée, tels que les genres Amphidinium, Prorocentrum et en partie Ostreopsis.

Le principe, initialement proposé et commenté par Moe Kayed dans le groupe Facebook Mack’s reef…Dinoflagellates support group! est d’exposer les organismes benthique à une lampe UV-C que l’on balaye sur le fond de l’aquarium, par étapes durant lesquelles on l’immobilise quelques secondes, et de répéter ce scénario sur toute la surface et plusieurs jours.

L’irradiation UV-C n’atteint pas les organismes enfouis. Ainsi, ce traitement n’assure pas d’éradiquer définitivement les cellules, mais s’il les réduit progressivement, ce n’est pas négligeable. Il a l’avantage de ne pas introduire de produits chimiques parfois contestables. Son usage superficiel et local ne devrait pas non-plus déstabiliser notablement la méiofaune benthique. La faune bactérienne non atteinte occupera vite de nouveau le terrain perdu.

4. Offre commerciale et DIY

Cet type d’équipement est proposé aux US par la société  3DReefing. Celle-ci peut maintenant livrer en Europe, pour un tarif très modique, en commandant sur sa page de commandes destinées à l’international, les accessoires : le boitier et l’extension. Pour obtenir le balai complet, il suffit de commander en VPC, pour une quinzaine d’euros, une lampe UV-C 11 ou 13 W, longueur 23 cm avec prise EU 230V (ci-contre) adaptable au boitier.

Le concepteur Moe Kayed propose une video du mode d’emploi ainsi que les fichiers pour impression 3D Sand Bed UV Sweeper by 3DReefing sous licence Creative Commons (non commerciale).

5. Réalisation DIY

Aucun équipement n’étant disponible au moment de mes tests sur le marché européen, j’ai bricolé le mien.

5.1. Choix de réalisation

Pour un volume de 1000 litres j’ai souhaité traiter la plus grande surface possible. L’encombrement doit cependant permettre d’accéder entre les éléments du décor. L’appareil doit être maniable, léger et permettre de s’approcher au plus près du décor, voire sous les roches.

Je soumets ici une version de mon prototype réalisé en partie avec de la tuyauterie PVC et quelques pièces en impression 3D. Le balai UV-C est constitué d’un carter d’encombrement de longueur 247  mm, largeur 70 mm et 37 mm de hauteur, et d’un manche, en deux parties emboitées de 400 mm, pouvant s’orienter selon le besoin.

5.2. Composants

Reconnaissant envers Moe Kayed, concepteur du système, pour sa communication, et respectueux de ses efforts de développement et de commercialisation, je me limiterai ici à la description de ma réalisation, sans fichier d’impression 3D.

Le PETG est préférable pour sa meilleure tenue aux UV (carter, embouts) et indispensable pour les éléments mécaniques sollicités (vis, écrou, serre-câble).

Composants du Balai UV

Composant	Couleur
Lampe UV-C :   pour traiter l’aquarium de 1000 litres, j’ai opté pour un modèle 13 W, 230 V, longueur 240 mm, étanche IP68. C’est un compromis entre surface traitée et encombrement pour passer entre le décor. Une lampe de 11, 9 ou 7 W pourra convenir pour un aquarium plus petit. L’efficacité sera la même, la surface traitée à chaque application seulement plus restreinte. Le câble 1,80 m, un peu court pour 63 cm de hauteur d’eau, avec prise EU est doté d’un interrupteur marche / arrêt. La durée de vie d’une lampe, de 3500 à 10000 heures n’est évidemment pas un point critique.
Carter : réalisé à partir d’un tube évacuation PVC 40 mm ép. 2 mm. Il est scié sur la longueur, ramolli au pistolet à air chaud, puis conformé en V pour s’insérer dans les deux flasques latéraux ci-dessous. J’ai préféré utiliser un tube PVC, facilement disponible et économique plutôt qu’une longue impression 3D.
Deux embouts : un (fichier Embout.STL) pour fermer un bout du carter. un fichier Embout-fil.STL avec une bride percée pour fixer la canne de maintien. Le carter est pincé et collé à la colle cyanoacrylate dans les rainures. Ils assurent le maintien de la lampe UV en position. Impression 3D : PETG, qualité 0,3 mm ; face pleine sur plateau ; sans support.
Carter alternatif : option remplaçant le carter et les embouts ci-dessus. Impression 3D : PETG, qualité 0,3 mm ; ouverture sur plateau ; sans support ; 9 h à 80 mm/s
Manchon : pour insérer le manche de maintien. Impression 3D : PETG ; qualité 0,3 mm ; ouverture sur plateau ; sans support.
Vis M8 de serrage : maintien le manche en position inclinée. Impression 3D : PETG ; qualité 0,3 mm ; tête de vis sur plateau ; sans support.
Ecrou M8 moleté. Impression 3D : PETG ; qualité 0,3 mm ; molette sur plateau ; sans support.
2 Manches de maintien un premier tube PVC électricité IRL diamètre 16×14 mm longueur 350 mm est emmanché et coulisse dans le second tube. un second tube PVC rond diamètre 18 x 16 mm longueur 400 mm (magasin de bricolage) lui-même bloqué (collé) dans le manchon.
3 fixe-câbles : pour le maintien du câble électrique Impression 3D : PETG ; qualité 0,3 mm ; sans support.
Joint plat élastomère : diamètre 24 x 8 mm ép. 1 mm. Placé entre la bride et le manchon il améliore le coefficient de frottement et maintien plus facilement le manche en position inclinée par un serrage modéré des vis et écrou en plastique. Un élastomère SBR ou mieux EPDM convient au contact d’eau de mer. On pourra également découper le joint dans une chambre à air en élastomère butyl qui convient tout autant.
Connecteur étanche IP68 : Afin d’augmenter la longueur du fil en amont de l’interrupteur en présence d’aquariums de grande hauteur. La référence LD12 ci-contre, pour câble électrique diamètre 3 à 6,5 mm, s’avère étanche à l’usage.

6. Mode d’emploi

6.1. Sécurité

Les UV-C présentent des risques particulièrement importants pour tout individu du monde vivant : humains, animaux et algues, même en utilisation occasionnelle. Il convient de respecter impérativement quelques règles.

• Ne jamais exposer les yeux. Ils sont particulièrement sensibles aux rayons UV. Une exposition de quelques secondes peut provoquer des affections temporaires : conjonctivite et photokératite douloureuse  Pour ce, utiliser, non pas des lunettes de soleil, même classe 4 ni UV400 qui ne filtrent pas suffisamment, mais des lunettes spécifiquement prévues contre les UV-C.
• Opérer en l’absence de toute autre personne ou animal de compagnie.
• Eviter les expositions à la lumière directe voire celle réfléchie. La peau est sensible une exposition légère peut provoquer un érythème, des rougeurs de type coup de soleil, et affecter le système immunitaire après des expositions répétées. Utiliser des vêtements couvrants (manches…).
• Eteindre la lampe avant déplacement.
• Appliquer la lampe totalement sur le fond avant son allumage.
• Ménager les poissons ainsi que toute la faune et la végétation non concernées par le traitement.

6.2. Durée d’exposition du balai sur chaque surface à traiter

Le mode de traitement UV-C peut prendre deux options :

• Désactiver la reproduction des dinoflagellés : la durée d’exposition est courte, la durée du traitement plus longue, présente un moindre risque de tuer la méiofaune.
• Tuer les dinoflagellés : la durée d’exposition plus longue dans un traitement plus court permet d’assurer plus rapidement une forte mortalité au risque de tuer une partie de la méiofaune.

6.2.1 Durée de désactivation des dinoflagellés

Selon les retours d’aquariophiles, une exposition de l’ordre de 10 à 20 secondes avec des lampes bon marché, permettrait d’atteindre l’objectif de désactivation/stérilisation des cellules. Les dinofflagellés atteints n’étant pas en mesure de se reproduire dans les jours qui suivent, leur poulation diminue au fil du temps. Un balayage régulier, très lent de la lampe au dessus du sable semble suffire pour éradiquer l’invasion en moins d’un mois.

6.2.2 Durée d’exposition létale

6.2.2.1. Durée létale théorique

Les microorganismes marins ne peuvent mourir qu’après une exposition à une dose létale d’irradiation UV-C. Cette dernière dépend de la radiation inhérente au matériel et de la durée que l’on doit adapter en conséquence. Passons en revue les divers paramètres en jeu avec la lampe UV 13 W décrite ci-dessus comme exemple.

• Puissance lumineuse (W) émise par la lampe. Elle dépend de deux facteurs :
  • Rendement lumineux de la lampe. Environ 30 % de la puissance électrique est transformée en lumière. Ainsi une lampe de 13 W électrique délivre 13 x 0,30 = 3,9 W de lumière.
  • Proportion de lumière utilisée : le tube illumine sur 360° mais n’éclaire directement que suivant un angle de 110° permis par le carter, soit 30 % de l’éclairement total.

  Ainsi, du tube UV-C de 13 W nous exploitons une puissance lumineuse de 13 W x 0,30 x 0.30 = 3,9 x 0,30 = 1,17 W.

• Irradiation atténuée (I) : elle dépend de la puissance lumineuse répartie sur la surface éclairée, atténuée par la transparence de l’eau.
  • Surface éclairée :
    La lumière directe issue du tube UV-C, sur une longueur de 15 cm, couvre une largeur de 5 cm soit une surface de 15 x 5 cm soit 0,0075 m² .
  • Irradiation initiale : (I₀) est 1,17 W / 0,0075 m² = 156 W/m².
  • Atténuation
    L’irradiation (I_x) atténuée du faisceau initial (I₀) à la distance (x) peut s’évaluer par la loi de Beer-Lambert (I_x)  = I₀.e^-kx .
    Le coefficient d’atténuation (k) pour une eau relativement cristalline est de l’ordre de 0,2 cm⁻¹ (20 m⁻¹).
    La distance (x) de la source de lumière à l’organisme avec cet équipement est en moyenne 1,7 cm (0,017 m).

  Dans notre cas, l’irradiation atténuée est donc (I_1,7 cm) = 156 x e^-0.2×1,7 = 156 x 0,71 = 111 W/m².

• Dose létale (D) : Elle est le produit de l’irradiation par la durée d’exposition. L’effet létal peut donc être obtenu par une irradiation faible et longue ou plus forte et courte. Concernant les dinoflagellés dont la biomasse est nettement supérieure à une bactérie, la liste citée auparavant permet de viser une dose létale cible 1000 J/m^2.
• Temps d’exposition létal (t) : la durée d’exposition minimale pour atteindre la dose d’irradiation létale dépend de la dose létale divisée par l’irradiation. Le temps d’exposition en secondes est t (s) = D​ (J/m²) / I(x) W/m².
  Soit dans notre cas pour des dinoflagellés t = 1000 J/m² / 111 W/m² = 9 s.
  Des temporisations de dix secondes devraient théoriquement suffire. Il s’agit là d’une approximation.

6.2.2.2. Vérification pratique de la durée d’exposition létale

Les premières observations au microscope ont déterminé qu’une exposition de 10 à 20 secondes n’affecte en rien les dinoflagellés à court terme. Les caractéristiques de la lampe seraient-elles erronées, ou bien les dinoflagellés plus résistants ?

La durée létale a donc été déterminée expérimentalement au microscope après plusieurs durées d’exposition. Le prélèvement liquide déposé sur la lamelle du microscope a été irradié hors eau, en trois endroits du tube : au milieu (A), en position intermédaire (B) et en bordure du tube UV-C (C). Le taux de mortalité a été évalué approximativement sur plusieurs tests reproduits.

La figure montre qu’une durée d’exposition de 2 minutes est finalement nécessaire pour garantir un taux de mortalité de 90 % mini en tous points du tube. J’ai pu noter qu’à cette exposition, des organismes plus gros tels que des nématodes et ostracodes sont restés en vie.

Après exposition de 2 minutes au point B, l’observation au microscope dévoile que les cellules sont devenues inertes à plus de 95%.

6.3. Fréquence du traitement

Contrairement à un traitement biocide tel que le chlore, l’UV n’a pas d’effet de rémanence. C’est à dire que si le matériel génétique du microorganisme est peu endommagé, il aura la capacité de le réparer et alors se multiplier à nouveau. D’où l’intérêt de respecter une durée d’exposition suffisante (selon le choix de désactiver ou de tuer les dinoflagellés) plutôt que plusieurs trop courtes qui resteront sans effet.
Par ailleurs les microorganismes non directement éclairés, protégés par des grains de sable, ne sont pas exterminés. Tous les organismes visés ne seront donc pas atteints. Il faut renouveler le traitement plusieurs fois selon le niveau d’infestation.

7. Test sur les dinoflagellés

Le dinoflagellé du genre Prorocentrum a la particularité de se regrouper sur le fond du bac (sur le sable, mais pas dans le sable). Les regroupements forment alors des taches sombres très visibles. Prorocentrum sp. est un bon candidat pour ce type de traitement. Les observations au microscope dévoilent également sur le sol une forte quantité de cellules d’Ostréopsis sp.

7.1. Le matériel

Le modèle 13 W s’avère nécessaire pour traiter la surface d’une cuve de 1000 litres. Une lampe à deux tubes pourrait être envisagée. Les manœuvres autour du décor aéré ne sont pas toujours faciles, mais possibles. La forme du carter en V permet de bien s’en approcher. La longueur du fil est un peu courte pour un aquarium de 63 cm de hauteur d’eau. J’ai ajouté une rallonge avec connexion IP68. La canne de maintien emmanchée et l’articulation s’avèrent pratique. Le carter couvre bien le sol sableux de telle sorte qu’il n’en sort aucun rayon. Associé à l’interrupteur, le risque d’exposition aux radiations UV-C s’avère finalement très faible. Cela ne doit pas altérer notre vigilance.

7.2. Utilisation

S’assurer que l’installation électrique est aux normes et dispose notamment de sécurité indispensable pour protéger l’humain (interrupteur différentiel).

1. Opérer au plus fort du développement des dinoflagellés, c’est à dire en milieu d’aprés midi, avant que la lumière décline.
2. Avant de procéder à la désinfection du sol, évacuer les dinoflagellés des supports, avec une pompe. Procéder de manière inverse contribuerait à recoloniser le sol trop rapidement.
3. Appliquer la lampe sur les taches et l’allumer :
   • durant 20 secondes pour les désactiver (non testé)
   • durant 2 minutes minimum pour tuer un maximum de dinoflagellés

   puis l’éteindre. Dans la pratique, j’ai fréquemment réglé le minuteur à 5 minutes. Les taches de dinoflagellés ternissent après traitement. Dans mon cas la couleur vire de marron rougeâtre à brun mat.

4. Progresser ainsi :
• balayer lentement pour désactiver les dinoflagellés.
• par étapes pour les tuer.
5. Renouveler le traitement plusieurs jours et dès l’apparition d’ilots. Les dinoflagellés reviennent mais beaucoup plus lentement et bien moins nombreux.
6. Verifier l’éfficacité du traitement au microscope. Il faut compter environ 1 mois pour une quasi éradication d’un aquarium bien envahi.

7.3. Efficacité

• Un traitement journalier durant une semaine a permis de réduire très notablement les tâches de dinoflagellés. Les jours qui suivent révèlent quelques réaparitions vite maitrisées. Les traitements deviennent plus brefs et bien moins fréquents.
• Contre toute attente, après 10 jours je constate également une nette régression des Ostreopsis sur les roches. Les filaments longs et bulleux ont quasi disparu. Les séances de tempête avec la pompe sur le décor soulèvent bien moins de résidus. Le décor devient plus clair ou recouvert par des algues vertes enfin visibles. Ce phénomène a également été relaté par des utilisateurs aux US.
• Je n’ai pas constaté d’évolution des NO3 et PO4. L’activité bactérienne n’a pas dû évoluer notablement.
• Le redox a augmenté progressivement depuis le début du traitement passant en 10 jours de 250 mV à 380 mV. Signe d’une réduction des déchets, semble-t-il en liaison avec la réduction des cellules en décomposition de dinoflagellés.
• Après 10 jours, je constate une nette reprise des coraux en meilleure santé : les LPS se gonflent mieux, les tissus de ceux maltraités lors des traitements antérieurs se reconstruisent, ils retrouvent leurs couleurs. Les polypes des SPS s’ouvrent plus facilement, je constate un front de croissance et des polypes terminaux naissants.
• De même que les chirurgiens Acanthurus leucosternon, Zebrazoma desjardini et Z. scopas se remettent à brouter les algues du décor.
• …
• Après une absence de 10 jours, j’ai pu constater à mon retour une forte recrudescence des dinoflageléls sur le sable et le décor. Ce, malgré l’ajout régulier de bactéries.
• La reprise du traitement UV-C a vite permis de retrouver une situation gérable. En complément, la culture de bactéries selon l’article Cultiver des bactéries pour aquarium récifal, introduites massivement s’est soldée par la quasi éradication des dinoflagellés sur le sable et les décors, comme jamais depuis 1 an.

D’après mes lectures, les retours d’utilisateurs du balai UV aux US, dans des conditions similaires, semblent plus optimistes, avec une éradication en seulement 3 semaines. Je ne sais quoi en penser. Même si la bataille n’est jamais acquise, le seul fait de passer régulièrement le balai UV, associé aux bactéries, a redonné à mon aquarium un aspect que je n’avais pas connu depuis logntemps et l’espoir de pouvoir enfin revivre les plaisirs de l’aquariophilie récifale.

En savoir plus

• Résistance de différents micro-organismes aux UV-C (254 NM)

Images liées:

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1. Que sont les dinoflagellés

Source : Laboratoire d’Océanographie de Villefranche

Il existe de nombreuses communications concernant les dinoflagellés en aquarium, notamment l’excellent article Lutter contre les dinos : identification, état de l’art des moyens de lutte. Aussi je me concentrerai ici sur les aspects pratiques, les moyens de lutte préconisés et mon approche personnelle. Vous pourriez aussi rejoindre le groupe Facebook Mack’s reef…Dinoflagellates support group!. En complément de nombreux témoignages dignes d’intérêts, il permet de se sentir moins seul face à l’un des principaux fléaux  de l’aquariophilie récifale..

On peut résumer quelques particularités des dinoflagellés en relation avec leur présence en aquarium marin.

• Omniprésents : Les dinoflagellés sont présents dans les océans où l’on dénombre plus de 2000 espèces de taille 20 à 250 µm. Dans les eaux de surface Ils constituent sous forme planctonique, l’un des principaux producteurs primaires avec les diatomées et les coccolithophoridés. Leurs habitats sont variés : pélagiques et benthiques, pouvant être libres, parasitaires ou endosymbiotiques.
  En aquarium il en est de même, introduits via une pierre, une bouture, des algues…
  ils ont de multiples occasions d’y être présents.
• Photosynthétiques : la moitié des espèces sont photosynthétiques. Injustement appelés microalgues, ces protistes utilisent toutefois l’énergie lumineuse comme source essentielle de leur nutrition. Dans l’océan, il a été démontré que plus que la température, la lumière active la prolifération des dinoflagellés Prorocentrum à l’origine de bloom.
  En aquarium l’éclairage est un des leviers les plus efficaces pour leur maitrise.
• Résistants : ils supportent de larges variations de conditions environnementales (température, salinité, nutriments).
  En aquarium, c’est une des raisons de leur persistance, même quand les conditions sont (revenues) à niveau correct.

Source : Jonathan BEGNAUD

• Modes de nutrition variés :
  • Mixotrophes ils combinent souvent plusieurs modes de nutrition.
• Phototrophes ils utilisent la photosynthèse comme source d’énergie et vivent dans la zone photique proche de la surface (plancton). Certaines espèces sont des symbiotes d’invertébrés marins (ex. les zooxanthelles des coraux).
  En aquarium les espèces invasives sont toutes phototrophes.
• Phagotrophes ils engloutissent aussi de la nourriture particulaire.
• Hétérotrophes ils ingèrent des particules et diverses proies proches de la surface, des bactéries aux métazoaires.
• Osmotrophes, ils assimilent des composés organiques ou inorganiques dissous tels que l’azote et le phosphore.
• Prédateurs : selon les espèces benthiques ou pélagiques, ils sont consommés par d’autres organismes planctoniques (copépodes benthiques et planctoniques …), quelques invertébrés filtreurs, certaines bactéries, d’autres protistes, les poissons zooplanctonophages et indirectement les organismes broutant le substrat tels que les poissons (chirurgiens, gobies, blennies…) et invertébrés (les gastéropodes notamment les conques, crustacés, échinodermes…)
• Compétiteurs : les algues supérieures et celles qui occupent la même niche écologique (diatomées, cyanobactéries) ainsi que les larves de crustacés, copépodes se nourrissant de phytoplancton. Les dinoflagellés en général, présentent une plus faible affinité d’absorption des nutriments que les diatomées. Ils ont dû mettre en place des adaptations pour faire face à ce désavantage écologique (mixotrophie, allélopathie).
• Toxiques : Certains dinoflagellés (Ostreopsis, Prorocentrum…) produisent des neurotoxines dont la production est biocontrôlée selon la présence de prédateurs. Reconnues par des prédateurs, elles peuvent jouer leur rôle dissuasif. Elles s’accumulent cependant dans les organismes marins qui les ingèrent (mollusques, crustacés, poissons), constituant un danger pour leur santé, comme pour leurs consommateurs (poissons, humains). Chez l’humain l’intoxication peut se manifester par la paralysie, des problèmes neurotoxiques, des amnésies. Nous retrouvons quelques espèces sur nos côtes à l’origine
  En aquarium, les brouteurs et limivores : gastéropodes (turbo), echinodermes (oursins, holoturies), poissons (chirurgiens, gobies), peuvent être affectés à des degrés divers jusqu’à leur mort.
• Mobiles : leurs deux flagelles permettent d’ajuster leur flottabilité et de nager dans la colonne d’eau dans des mouvements plus ou moins rapides (quelques cm à quelques mètres par heure), parfois saccadés, pivotant ou tournoyant. Ainsi ils peuvent migrer verticalement durant la journée vers la surface pour leurs activités métaboliques et alimentaires et la nuit vers le fond, loin des eaux de surface appauvries en nutriments. En mer, ils occupent généralement une couche d’eau de surface relativement mince et peu profonde.
  En aquarium, les espèces mobiles pourront être attirées et détruites par UV.
• Reproduction rapide et multiple : elle alterne entre phases sexuées et asexuées, et des stades motiles et benthiques. La reproduction asexuée se fait par mitose : la cellule se divise par fission binaire pour donner deux cellules filles identiques, clones de la cellule mère. Cette reproduction végétative est rapide, de l’ordre d’une division par jour (une cellule produit un demi milliard de cellules en un mois), donnant lieu à des efflorescences (blooms) : les "marées rouges". La reproduction sexuée est souvent initiée par des facteurs abiotiques liés aux changements brusques des conditions environnementales (température, agitation du milieu…) mais aussi par le changement des conditions nutritives (limitation en nutriments à la fin du bloom).
  En aquarium,
  on retiendra que leur apparition est souvent liée à une dérive de paramètres, notamment une insuffisance de nitrates, et que l’invasion s’acélére à un rythme rapidement difficile à contenir si l’on intervient pas à temps.
• Enkystement : Environ 15 % des espèces marines s’enkystent, s’immobilisent et ralentissent alors leur métabolisme. Un moyen de survie et de dispersion de l’espèce. La morphologie de ces dinokystes diffère grandement de leurs états mobiles. Ils forment une enveloppe protectrice, calcaire ou organique, couverte d’épines, de protubérances ou de strates de mucus, mais parfois similaire entre espèces. Les recherches sur les dinokystes ont débuté récemment dans les années 1950 et de nombreux points restent à éclaircir.
  • Le kyste temporaire à membrane fine, se forme en quelques heures dans une stratégie de survie dans des conditions de stress particulier (ratio N/P élevé, épuisement des éléments nutritifs, dynamique hydraulique, climat, pollution, compétitions inter-espèces, toxines, pH, température…). Ce kyste peut soit germer (reproduction asexuée) pour donner deux cellules qui entameront leur vie pélagique, soit s’échouer sur le sédiment dans une phase de dormance de quelques jours à plusieurs mois, jusqu’à ce que les conditions redeviennent viables. Le désenkystement massif est à l’origine des efflorescences colorant la surface de l’eau à certaines saisons.
  • Le kyste de résistance à paroi épaisse se forme lors du cycle de reproduction sexuée. Il se dépose en général sur les sédiments. Viable de 6 mois à 6 ans il germe ensuite dans des conditions favorables.

En aquarium : cet enkystement peut il expliquer la réapparition tardive des dinoflagellés dans certaines conditions ? Les espèces Ostreopsis et Prorocentrum sont en effet en mesure de s’enkyster. Toutefois il n’existe pas à ce jour de publication traitant de l’apparence de leurs dinokystes, ni sur la rapidité de leur formation, à l’échelle de minutes ou d’heures. Le fait est que je n’ai jamais observé de formes différentes du dinoflagellé parent, quelle que soit l’invasion, sur plusieurs jours, même lors de traitements particuliers (peroxyde d’hydrogène). En l’absence d’informations fiables, l’enkystement dans l’aquarium reste à l’état d’hypothèse. Des migrations pouvant être simplement le fait de l’évolution des conditions ambiantes (nutriments, lumière…) de nature à développer ou régresser leur population, comme on peut l’observer parfois au cours d’une journée.

• Protection : les dinoflagellés possèdent des structures externes, minces et flexibles (thèques) composées de cellulose, de chitine, de silice voire de calcaire.
  En aquarium, les espèces habituellement observées ne biominéralisent pas de silice. La présence de silicate dans l’eau ne favorise donc pas leur présence, contrairement à certains chrysophites, autres organismes unicellulaires ciliés de couleur jaune avec lesquels ils peuvent être confondus.
• Adhérence : des cellules spécialisées, les mucocystes, produisent des sécrétions sous forme de filaments muqueux leur permettant d’adhérer à tout support et ce, rapidement.
  En aquarium il faut renouveler très fréquemment leur décollement du support, dans la colonne d’eau pour favoriser leur évacuation vers la filtration.
• Mucilage : les dinoflagellés de 20 à 80 µm dans nos aquariums, s’agglomèrent, agglutinés dans une gangue muqueuse. Ce mucilage aurait un intérêt allélopathique, créant une zone extracellulaire de molécules bioactives. Produit en grande quantité, le mucus piège également des microbulles d’oxygène issu de la photosynthèse, les agrégats migrants ainsi vers la surface sous forme de "fleurs d’eau".
  En aquarium, cette allélopathie toxique stresse et affaiblit les coraux alentours. Une pompe peut décoller les cellules libres de dinoflagellés ainsi que leurs agglomérats. Les plus gros agrégats peuvent être récupés avec une épuisette fine, les plus fins retenus par un micron-filtre de maille 100 à 200 µm, l’écumeur se chargeant du reste.
• Bioluminescence : non présentes en aquarium, nous ne pourrons nous laisser émerveiller par le scintillement des espèces bioluminescentes dans le sillage d’un courant.

2. Identifier les dinoflagellés

On retrouve a peu près toujours les même genres de dinoflagellés dans nos récifs captifs. Ostréopsis sp., Prorocentrum sp., Amphidinium sp. avec grande ou petite cellules, et plus rarement Coolia sp.

2.1. Suspecter leur présence

Quelques indices permettent de suspecter leur présence :

• Aspect général : En aquarium, les formes baveuses observées sont dues à l’amalgame de dinoflagellés individuels de petite taille 20 à 80 µm dans un mucus plus ou moins visqueux (mucilage). Les photos (figure 5) donnent un aperçu de l’aspect général dans un aquarium.
  • Leur apparition est progressive. Le sable (a) se recouvre d’un film fin de couleur jaune pâle à brun, sans grande prolifération de petite bulles gazeuses. On peut le confondre avec des diatomées lesquelles ne dégagent pas d’oxygène.
  • Les dépôts s’étendent en films plus épais (mucilats) , visqueux (b) similaires à des cyanobactéries. La présence de petites bulles gazeuses plus prononcée les élèvent à la verticale (fc).
  • Ils peuvent aussi s’agglutiner en petits amats plus foncés sur les surfaces (figure 3).
  • Les pierres, les algues, les squelettes des coraux, les gorgones, tous les éléments (verre, pompes…) se recouvrent de la même manière (d) créant un environnement toxique par ingestion et diffusion dans l’eau par allélopathie.
• Morts suspectes : signe très révélateur, quelques invertébrés brouteurs meurent (gastéropodes, échinodermes, crustacés…). A un stade plus avancé des poissons herbivores peuvent être suffisamment incommodés par les toxines et développer des maladies (Cryptocarion…) dégénérant en maladies bactériennes pouvant mener à leur perte.
• Les coraux sont atteints : par un mécanisme incertain (toxines, dérangement…) les dinoflagellés stressent les coraux.
  1. Cela débute par des coraux LPS moins gonflés,
  2. Puis lentement on constate la décoloration des tissus des SPS et LPS.
  3. S’ensuit le désépaississement des tissus les plus épais au point de deviner les formes sous-jacentes du corallite (mur, septes…).
  4. Enfin le tissu se déchire dans les zones les plus acérées du squelette (LPS) (figure 4) ou se desquame rapidement (SPS) sur des zones entières, mettant à jour le squelette. A ce stade ils ne sont plus récupérables.

Figure 5 : Apparence des dinoflagellés en aquarium

2.2. Différencier les dinoflagellés d’autres organismes (diatomées, cyanobactéries, chrysophytes…)

La différence n’est pas aisée, le tableau 1 propose quelques tendances pour nos espèces d’aquarium récifal.

2.3. Identifier le genre du dinoflagellé

2.3.1. Microscope indispensable

La seule méthode pour identifier précisément les dinoflagellés est de les observer au microscope. Un modèle scolaire, d’une centaine d’euros, suffit pourvu qu’il ait une netteté acceptable dans des grossissement de l’ordre de 100 à 400X, voire 600X pour d’autres usages. Il faut privilégier un grossissement optique précis à une électronique qui amplifie aussi les distorsions. La nature du mouvement des organismes contribue à l’identification. Pour capturer et partager photo et vidéos, l’optique connectée à un PC est préférable au Smartphone plaqué sur l’objectif, finalement mal maintenu.

Pou l’observation, prélever l’eau ou des fragments de dépôts en divers points de l’aquarium. Déposer et étaler une goutte sur une lame. La pression entre lame et lamelle réduit la mobilité des organismes, aussi je préfère observer sur une lame seule dans le champ de lumière traversant.

2.3.2. Particularités des dinoflagellés

Figure 6 : Apparence de dinoflagellés d’aquarium récifal

3. Pourquoi les dinoflagellés sont là ?

Les dinoflagellés sont introduits via les boutures, roches vivantes, algues, l’eau de mer naturelle, une nourriture avariée, des accessoires… Ils sont présents, enkystés ou bien à un niveau tel que la santé des organismes de l’aquarium permet d’y faire face. La meilleure prévention contre leur développement est incontestablement une maintenance équilibrée, avec les nutriments (N, P…) indispensables.

Quoi qu’il en soit une dérive peut toujours se produire, même chez les plus aguerris des récifalistes. Elle a d’ailleurs probablement eu lieu puisque vous voilà ici. Le développement des dinoflagellés débute plusieurs semaines ou mois avant même qu’on le détecte et qu’il atteigne un niveau inquiétant. A raison d’un doublement de la population chaque jour on a tout intérêt à agir vite. Quelques milliers de cellules alors peu visibles sur le décor se nombrent à 2 milliards 15 jours plus tard (figure 8). Plusieurs facteurs ont pu le favoriser :

3.1. Insuffisance de nutriments

Cette situation semble la cause la plus fréquente de l’apparition des dinoflagellés. Les dinoflagellés, en mesure de stocker des nutriments, notamment certaine formes thécales (Ostreopsis, Prorocentrum…), sont adaptés à un environnement oligotrophe. Ainsi ils prennent l’ascendant (comme les cyanobactéries) quand les bactéries utiles au cycle de l’azote et dans une moindre mesure celui du phosphore se réduisent. C’est à dire avec des taux de nitrates ou de phosphate trop bas, trop longtemps, et particulièrement si ce taux s’inverse. Par exemple dans les cas suivants :

• Démarrage avec des pierres inertes : c’est une situation rencontrée fréquemment lors des démarrages avec des pierres inertes, l’équilibre de l’azote s’installant plus difficilement. Il est parfois nécessaire, pour y remédier de réaliser des apports de nitrates réguliers. L’ensemencement initial d’un aquarium est une phase cruciale, il est vivement conseillé d’introduire un minimum de roches vivantes saines, colonisées en bactéries et méiofaune.
• Trop d’épuration :
  • Mécanique : micron filtres, filtres papier trop efficaces
  • Physique : écumeur suractif dont on peut réduire la période de fonctionnement, changements d’eau trop fréquents,
  • Chimique : médias de filtration (ferriques).
  • Biologique (réacteurs à bactéries, refuges algaux qui consomment trop de nutriments…).
• Alimentation inadaptée (quantité, fréquence) : les aliments ont des valeurs nutritives très inégales et plus ou moins consommés à chaque repas. Les granulés sont par exemple bien plus protéinés que les surgelés, certaines marques sont surdosées en phosphore. L’aquariophile a du mal à évaluer le besoin alimentaire de ses protégés, et  juger la ration d’un aliment sec à 50 % de protéines face à sa propre recette chargée à 20 % de protéines et gorgée de 70 % d’eau. La crainte de polluer peut se traduire par une sous-alimentation certes encore suffisante pour les poissons mais pas pour les équilibres biologiques, surtout quand un refuge algal vient impacter les consommations.
• Ratio N/P : une étude en milieu naturel a montré qu’un faible taux de phospore associé à un ratio N/P élevé favorise le développement des dinoflagellés au détriment des diatomées.

3.2. Environnement physique favorable

Tous les paramètres d’un aquarium récifal visent à maintenir les habitants en bonne santé, en mesure de lutter contre les agressions des organismes pathogènes. La dérive de n’importe lequel, qu’il soit physique (lumière, brassage…) ou chimique (qualité de l’eau, équilibre ionique, carence ou excès de certains oligoéléments…), contribue à affaiblir les invertébrés les plus fragiles et devient un facteur de prolifération des dinoflagellés, plus résistants aux conditions extrêmes.

3.3. Environnement biochimique favorable

• Excès de nutriments : La croissance des dinoflagellés s’accélère en présence de nutriments NO3 et PO4 dissous en excès dans l’eau. Cet excès peut résulter de pollutions ou d’une gestion de l’eau inadaptée. Toutes les fonctions du cycle de l’azote et du phosphore sont alors en jeu. La situation impose une remise en question de chaque processus de la maintenance.
• Déséquilibre microbiologique : par exemple avec une insuffisance d’organismes (bactéries, diatomées…) compétitrices pour les nutriments. Quand les nitrates et les phosphates chutent à des niveaux extrêmement bas, la population de bactéries bénéfiques se réduit, offrant une opportunité aux dinoflagellés de les supplanter.
• Peu de prédateurs : une faible population de prédateurs naturels cités plus haut ne permet plus de réguler leur croissance.
• Effets des silicates : le monde de l’aquariophilie récifale impute parfois le développement des dinoflagellés à la présence de silicates dans l’eau. Certes, quelques espèces, relativement marginales, assimilent directement du silicium, mais pas celles de nos aquariums. Le taux de silicium n’explique donc pas la prolifération de dinoflagellés. Bien au contraire, comme on le verra, les diatomées occupant la même niche biologique que les dinoflagellés, elles sont concurrentes. L’augmentation de la population des diatomées se fera au détriment des dinoflagellés.

4. Eliminer les dinoflagellés

4.1. Plan d’action

Les actions doivent être menées sans tarder pour éviter le stade des décès et nécroses de coraux, à répétition. Le plan s’inscrit dans une démarche longue avec un investissement quotidien. Les effets visibles ne sont pas immédiats, il est fort probable que ce combat soit semé d’incertitudes avec une exaspération qui ne doit laisser aucune place à la démotivation. C’est là le plus grand danger de notre envahisseur. Eliminer les plus fortes invasions de dinoflagellés est poutant possible. Bien placé pour l’écrire, je vous encourage à ne jamais abandonner.

Bien qu’il n’existe pas de recette universellement admise, il est impératif d’engager toutes les actions possibles parmi les suivantes :

1. Maintenir une eau équilibrée

   NO3 et PO4 équilibrés et relativement élevés : C’est une étape primordiale. Les bonnes bactéries en concurrence avec les dinoflagellés ont besoin de nutriments pour prospérer et prendre le dessus.

• Tester : dans la période d’éradication les taux devraient respecter NO3 > 10 ppm et PO4 entre 0,07 et 0,15 ppm pour se stabiliser ensuite avec PO4 > 0,05 ppm dans un ratio NO3/PO4 environ 100 à 150. Le photomètre PO4 Hanna ULR semble affecté et imprécis en présence des taux importants d’un éventuel traitement aux silicates.
• Supplémenter en nitrates si besoin avec des additifs commerciaux de type NO3+ et PO+4 ou DIY (nitrate de calcium ou de potassium). L’apport quotidien est ajusté selon les résultats des tests. Cette méthode, adaptée à la consommation du bac, présente l’avantage d’éviter les contraintes liées aux modifications de filtration et d’alimentation.
• Réduire la filtration mécanique : si elle devait s’avérer trop efficace (filtre papier…), pour remonter NO3 et PO4.
• Nettoyer les filtres quotidiennement voire plus souvent. Bien que nos dinoflagellés ne mesurent que de 20 à 80 µm, vous observerez qu’un filtre 200 µm se colmate très vite par les cellules fréquemment agglomérées. Les filtres en maille polyester sont appréciés ici, plus facile à nettoyer que ceux en intissé polypropylène.
• Ecumer : laisser fonctionner l’écumeur pour éliminer au maximum les cellules mortes ou vivantes et, si besoin, réduire sa durée de fonctionnement pour remonter les niveaux de nutriments. Je n’évoquerai pas le réglage clair ou foncé de l’écumeur qui ne correspond qu’à un niveau de dilution des matières organiques extraites, sans étude sérieuse sur l’efficacité de tel ou tel réglage.
• Nourrir plus : avec des aliments concentrés en protéines (granulés) contribue à générer des déchets et remonter les taux de NO3 et PO4. S’assurer par des tests réguliers que cela n’affecte pas l’équilibre entre les deux valeurs.
• Arrêter les traitements : les oxydes ferriques ou d’aluminium absorbent trop les PO4 ; le réacteur à bactérie et les apports de carbone (NoPox, acides aminés, sucres, alcools…) augmentent l’activité bactérienne contribuant à la réduction de N et P.

Oligoéléments équilibrés : L’équilibre chimique de l’eau impose, bien entendu, l’utilisation d’eau osmosée.correctement reminéralisée. Certains oligoéléments en carence ou en excès (B, Br, I, Mo, V, Zn) inhibent le développement des algues, des bactéries, des dinoflagellés et de bien d’autres organismes. C’est l’occasion de les ajuster si besoin après une analyse ICP.

Charbon actif : limiter l’utilisation du charbon acif, à environ 50 g / 200 l, aux seuls dinoflagellés toxiques (ostreopsis, Coolia) afin de ne pas adsorber trop d’oligoéléments, notamment l’iode. Il faudra alors le renouveler, au moins partiellement, toutes les semaines.

2. Éliminer les dinoflagellés quotidiennement.
• Dégager les dinoflagellés du décor, des vitres et des équipements avec une pompe à eau puissante. Le cellules se détachent très facilement, malheureusement elles se fixent tout autant. D’où l’intérêt de répéter l’opération. Les plus gros agglomérats peuvent être ramassés à l’épuisette fine.
• Nettoyer le pierres : éliminer autant que possible les algues envahissantes, gazons, favorisant l’accrochage et le développement des dinoflagellés, avec une brosse à dents ou à récurer (figure 9). Une alternative contraigante pour éliminer drastiquement la population consiste à brosser chaque pierre, en dehors de l’aquarium, suivi d’une rapide douchette à l’eau douce (les dinos sont évacués en masse) puis retour immédiat dans l’eau du bac. L’essentiel des microrganismes survit. Les coraux seront épargnés. Cette solution est rendue plus facile si on a pris le soin de réaliser un décor amovible et des socles de boutures démontables. Ces opérations fastidieuses et décourageantes quand les dinos réapparaissent le lendemain, sont cependant efficaces, leurs effets sont perceptibles après quelques jours. Les actions pour contenir leur population doivent être maintenues.
• Siphonner la couche superficielle du sable, lumières allumées, les dinoflagellés étant alors plus abondants. L’eau prélevée peut être réinjectée après décantation et passage dans un micron-filtre. Le sable peut être fortement brassé sous l’eau douce du réseau, puis trempé une heure dans l’eau oxygénée et enfin rincé avant retour dans la cuve où il sera recolonisé par les bactéries du sable sous-jacent. L’eau de mer pourra être filtrée comme ci-desous et recyclée vers l’aquarium.
• Utiliser des micron-filtres et les nettoyer quotidiennement, le plus souvent possible et très fréquemment lors des nettoyages du décor. L’objectif est d’éliminer le plus de dinoflagellés, constamment. La logique recommanderait une maille de 20 µm. Dans la pratique une telle finesse se colmate en quelques minutes. Les dinoflagellés qui s’agglutinent en agrégats beaucoup plus importants sont retenus par une maille d’environ 100 µm. Vous constaterez que cette dernière se colmate déjà rapidement. L’écumeur en aval pourra terminer le travail.
3. Stérilisateur UV-C pour l’eau
• Traiter l’eau au stérilisateur UV en présence des espèces qui occupent la colonne d’eau la nuit (Ostreopsis, Prorocentrum…)
• Correctement, voire surdimensionné : en général, l’UV doit d’une part traiter tout le volume d’eau, et d’autre part permettre un temps d’irradiation suffisant pour détruire les parasites. Ainsi il doit respecter à minima les deux conditions :
  1. Traiter de 2 à 3 fois le volume d’eau par heure : Débit UV (l/h) > 2 x Vol. (l). Attention, ce débit n’est pas celui de la pompe mais le débit réel, mesuré en sortie, compte tenu des pertes de charges (longueur UV, tuyauterie, coudes…).
  2. Puissance adaptée à ce débit : Puissance UV (W) > Débit (l/h) / 40.

Exemple pour 1000 litres d’eau : Débit réel > 2 x 1000 = 2000 l/h ; Puissance UV > 2000 / 40 = 50 Watt (ex. UV 72W ou 2 x UV 36 W en série)
Dans le cas des dinoflagellés ne pas hésiter à aller au-delà de ces préconisations.

• Placer l’UV de préférence au plus proche de l’infestation, c’est à dire aspirer de préférence près du lit de sable.et refouler dans l’aquarium.
• Attirer les dinoflagellés libres au moyen d’une lampe éclairée la nuit, placée à l’entrée de l’UV.
• Poursuivre l’UV 2 semaines après la disparition d’Ostreopsis ou Coolia.
• La durée de vie d’une lampe UV est d’environ 10000 heures, mais perd 75% de ses radiations UV après 6 mois de fonctionnement 24h/24h, soit 4300 heures ou 480 nuits de traitements.
4. Stérilisateur "balai UV-C" pour le sol. Le principe consiste à déplacer une lampe UV-C sur le sol en étapes de quelques minutes. Le principe et le "balai UV" utilisé sont détaillés dans l’article Balai UV germicide DIY. Cette méthode encore peu utilisée semble prometteuse pour contribuer à réduire rapidement et efficacement la population des espèces se regroupant sur le fond durant l’éclairement.
5. Entretenir la population bactérienne : il s’agit de créer une compétition pour les nutriments avec les dinoflagellés. Les bactéries agissent sur les cycles de dégradation et les nutriments disponibles. De plus, certaines bactéries sécrètent des substances (enzymes, composés antimicrobiens) en mesure de créer un environnement défavorable et d’inhiber la croissance des dinoflagellés.
   L’article Bactéries en aquarium marin et récifal développe les différents aspects relatifs aux bactéries énnoncés ci-dessous :
   Etablir un spectre bactérien par l’ajout de quelques pierres vivantes issues d’une source sûre ; un mélange de bactéries provenant de plusieurs marques sérieuses afin d’augmenter les chances d’introduire des espèces réellement bénéfiques. Sans marque à conseiller, je pencherais vers des assemblages de bactéries d’eau de mer, consommatrices d’azote et de phosphore, incluant des enzymes.
   Développer la densité de bactéries Cependant, ces ajouts quotidiens peuvent impacter les nutriments qu’il faut continuer à mesurer.
   Augmenter la densité bactérienne par des ajouts de composants carbonés (acides aminés, NO3:PO4-X…) selon les taux de No₃ et ₃Po₄ mesurés. Voire provoquer un ajout massif de pré-culture bactérienne de manière à contrecarrer l’invasion.
6. Réduire la quantité de lumière : cela ne résoud pas l’épidémie mais y contribue très fortement (figure 10).
   • Réduire la photopériode par exemple de 10 heures à 6 heures par jour.
   • Réduire l’intensité autant que possible (50 %, voire plus) de tous les canaux bleus et blancs. En effet, à la profondeur de l’aquarium, la photosynthèse exploite toutes les longueurs d’ondes du spectre utilisées par les chlorophylles a, b et les caroténoïdes, de 400 à 500 nm et 600 à 700 nm.
   • Obscurité 3 jours : si possible réaliser un black-out qui ralentira efficacement la croissance des dinoflagellés photosynthétiques. Cette opération peut signer le renversement de la bataille en notre faveur. La cuve doit alors être emmaillotée, voire totalement recouverte, dans un matériau opaque. L’éclairage est éteint mais le brassage, les échanges gazeux et la température sont maintenus. Ces 3 jours d’obscurité ne nuiront pas aux coraux s’ils ne sont pas déjà affaiblis, sinon simplement réduire la lumière. A la reprise de l’éclairement des dinoflagellés réaparaitront normalement, mais le plan d’actions doit se poursuivre.

   Si le black-out permet de réduire notablement
   la population visible, il s’avère que les cellules ressurgissent pour reprendre leur développement. Des tentatives d’obscurité plus longues jusqu’à 7 jours n’ont pas permis d’éradiquer les dinoflagellés. Au-delà le risque pour les coraux augmente dangereusement. Cette méthode est plus à considérer comme un moyen de réduire la densité pour faciliter les autres types d’actions tels que le nettoyage, les UV ou un traitement aux silicates.

7. Développer les diatomées concurrentes par ajout de silicates : la silice, issue des silicates, nécessaire à la formation de leurs frustules favorise leur prolifération jusqu’à supplanter les dinoflagellés. Contrairement à ces derniers, les diatomées ne présentent pas de risque toxique pour les organismes marins. Les décors se recouvriront d’un voile brun durant le traitement, mais les diatomées disparaitront après la consommation du silicium, en partie évacuées par l’écumeur. Suivre les dosages ci-après.
8. Développer la micro-méiofaune par implantation de souches (rotifères, copépodes, amphipodes…) et l’entretenir par ajout de phytoplancton. Etant intoxiqués par ingestion des dinofflagellés, il faut impérativement assurer des apports de phytoplancton (diatomées et autres espèces) pour renouveler leur population.
9. Implanter des brouteurs : les gobies (Valenciennea puellaris) nettoient le sable. Les gastéropodes de grande taille (conque, turbo…) s’avèrent efficace. Cette solution ne s’applique pas en présence de forte invasion de dinoflagellés toxiques tels qu’Ostreosis, leurs toxines s’accumulant dans l’organisme peuvent conduire à la mort.

En fin de traitement, s’attacher à conserver une eau de qualité récifale avec les nutriments nécessaires et maintenir une forte biodiversité (bactéries, microfaune, meiofaune, détritivores…). C’est la meilleure garantie contre une récidive.

4.2. Traitements chimiques

En général quelques actions parmi celles déjà citées sont efficaces. Il existe également des traitements chimiques, seuls ou en complément des actions précédentes, commerciaux ou DIY, dont l’efficacité reste cependant limitée à quelques commentaires et souvent à froid.
Par exemple :

4.2.1. Peroxyde d’hydrogène

L’article Peroxyde d’hydrogène H₂O₂ en aquariophilie récifale détaille les différents usages de H₂O₂ notamment comme désinfectant.

Traitement habituelllement préconisé :

• Dosage : 2,7 ml H₂O₂ à 3% (10 Vol) par 100 litres par jour, ou 3 fois moins 0,9 ml H₂O₂ à 9% (30 Vol). Nota 2,7 ml/100 l = 1 ml/10 gal = 0,0027%.
• Traiter une heure après l‘extinction de l‘éclairage du bac (l’activité photosynthétique s’arrête, le produit est plus efficace
• Verser lentement, dans un courant important, idéalement devant la pompe de remontée.
• Durée : 5 jours.

Ce très faible dosage ne présente pas de risque de manipulation et ne nuit pas aux organismes. Malheureusement les observations au microscope montrent que ce dosage est inefficace sur les dinoflagellés, quels qu’ils soient. On ne relève aucune mortalité. Il faut le considérer plutôt comme une contribution à l’assainissement général.

Lorsque qu’il devient inévitable, en dernier recours, on peut augmenter la dose affain d’atteindre les dinoflagellés sans nuire à la méiofaune ni trop déséquilibrer le fonctionnement de l’aquarium. L’eau oxygénée à 10 volumes (3%) peut être dosée à 0,10 % dans l’aquarium communautaire selon le protocole détaillé dans l’article Dinoflagellés, traitement de l’aquarium récifal à l’eau oxygénée.

4.2.1. Silicates

Traitement

Le traitement consiste à injecter de la silice sous forme de silicate pour favoriser la prolifération de diatomées jusqu’à disparition des dinoflagellés. Le silicate de sodium utilisé se présente sous deux formes :

• Liquide : il s’agit d’une solution aqueuse de silicate de sodium (Na₂O SiO₂ H₂O), également appellé verre liquide (angl. water glass), composée de dioxyde de silicium (SiO₂) et d’oxyde de sodium (Na₂O), dans un rapport molaire SiO₂/Na₂O variable qui impacte sa viscosité. La solution utilisée est en général à 40 % d’extrait sec (Na₂O SiO₂).
  Dans un rapport molaire 3,4 elle contient 28 % de silice SiO₂, soit 280 g SiO₂ / l de solution. Le produit se trouve en VPC.
• Solide : en granulés translucides, il s’agit en général de métasilicate de sodium pentahydrate Na₂SiO₃.5H₂O, ou éventuellement nonahydrate Na₂SiO₃.9H₂O, totalement soluble dans l’eau osmosée. Le rapport molaire SiO₂/Na₂O est beaucoup plus faible, avec 28,8 % de silice SiO₂ pour l’hexahydraté, soit 288 g SiO₂ / kg, et 21,1 % pour le nonahydraté, soit 211 g SiO₂ / kg. Le produit se trouve en VPC.

Ce calculateur permet de définir le dosage du produit utilisé selon le volume de l’aquarium.

Mode opératoire :

1. Peser le produit silicaté (liquide ou solide) selon le tableau 4, pour atteindre au début de 2 à 3 mg/l silicates.
   Par exemple, selon le tableau ci-dessus il faut 0,3 ml de silicate de sodium en solution 38-40% pour augmenter 1 mg/l SiO₂ (1 ppm) dans 100 litres de l’aquarium. Les organismes ne sont pas affectés par une concentration même supérieure.
2. Diluer dans environ 1/4 litre d’eau osmosée impérativement, remuer et agiter.
3. Verser la dilution lentement dans un fort courant, idéalement dans la cuve technique en amont de la remontée.
4. Tester au colorimètre. Le test Colombo Marine Silicate test SIO2 serait relativement plus fiable que Salifert. SI Profi test Silicate.
   L’ajout de silicate influence la mesure au photomètre. Avec photomètre, tester au-delà de 24h après ajout de silicate.
   
   Surveiller l’absence d’augmentation de l’alcalinité (KH) le sodium pouvant former des carbonates de sodium en présence de CO₂
5. Recommencer chaque jour au point 1 pour maintenir 1mg/l durant plusieurs semaines/mois.
6. Les supports se couvrent d’un tapis de diatomées, sans danger pour les organismes.
7. Arrêter le traitement quand les dinoflagellés ne sont quasiment plus détectés au microscope.
8. Le taux de silicate descendra et s’équlibrera à un taux normal avec la disparition des diatomées.

4.2.2. Permanganate de potassium

Contre les dinoflagellés et les cyanobactéries, A.Thiel préconise une solution à 10% de permanganate de potassium (1g KMnO₄ par litre d’eau osmosée) utilisée à 5 ml par tranche de 100 L d’eau du bac toutes les 3 heures soit 5 fois par jour durant 4 à 5 jours. Son pouvoir oxydant sur les matières organiques est observable sur le potentiel redox. Il s’agit là d’une méthode curative pour stopper provisoirement l’invasion, à ne pas renouveler souvent ni surdoser au risque de dégâts irréversibles.

4.2.4. Produits commerciaux

Fauna Marin Dino X : est efficace avec certaines espèces de dinoflagellés. Son action, plutôt rapide n’épargnerait pas certains invertrébrés (oursins…). Si des utilisateurs semblent satisfaits, d’autres regrettent la réapparition des dinoflagelllés dans les 2 à 3 semaines qui suivent.

Egalement : Fauna Marin Ultra algae X, Fluconazole, API Algae fix. Le Vibrant souvent cité ne serait pas efficace durablement selon de nombreux témoignages.

5. Mon expérience

Une première invasion de dinoflagellés Ostreopsis sp., toxiques, a duré, une grande partie des brouteurs (gastéropodes, étoiles de mer, oursins…) sont morts. Des poissons ont aussi péri : un Saliaras fasciatus et un Acanthurus nigriscens de belle taille affaibli au point de se laisser anéantir par une invasion de Cryptocarion. L’UV a été salutaire. Ostreopsis a disparu des observations au microscope effectuées deux mois plus tard.

Une seconde invasion de dinoflagellés, cette fois-ci Porocentrum sp., s’est répandue à une vitesse fulgurante sur l’ensemble des substrats (sable et pierres). Je n’ai pas réagi assez vite, ma réflexion à ce stade portant plutôt sur l’arrêt du récifal. De nombreux coraux déjà affaiblis on succombé, les dinos s’accrochant à n’importe quelle branche, sur les squelettes nus, ou s’accumulant sur les plateaux. A ce stade les ICP étaient corrects de petites dérives d’oligoéléments vite ajustées.

Mes actions ont porté sur :

• Réduction de l’éclairage durant 5 jours soit 50 % de puissance et photopériode passée de 10 h à 6 h.
• Grattage des pierres pour évacuer une algue gazonnante qui retenait les dinos. Grattage de la vitre arrière pour les mêmes raisons.
• Nettoyage quasi quotidien des pierres à la pompe à eau.
• Siphonnage, nettoyage et désinfection du sable en surface selon le protocole plus haut, tous les deux jours au début, puis deux fois par semaine plus tard.
• Nettoyage plusieurs fois par jour des micron-filtres
• Pose d’un UV dans l’aquarium par acquis de conscience.
• Un black-out de 3 jours a contribué à nettement améliorer la situation, avec un sable quasi immaculé.

Il y a eu finalement une amélioration très progressive, tout juste perceptible au delà de 10 jours. Après un mois et demi le sable a retrouvé sa blancheur et le décor sa clarté, des signes de croissance tissulaire sur les LPS, des couleurs de SPS plus soutenues.

• Les dinoflagellés ont malheureusement repris leur progression avec l’augmentation progressive de la lumière, pour retrouver un stade innaceptable.
• Un traitement silicate, au métasilicate de sodium pentahydrate, a été efectué sur 10 jours. L’invasion de diatomées a rendu le bac marron sans observer par ailleurs d’amélioration probante. J’ai définitivement abandonné les silicates, en ne poursuivant que les opérations de nettoyage (pompe dirigée vers le décor puis siphonage superficiel du sable.
• J’ai testé 2 mois plus tard le "balai UV" très prometteur après traitement quotidien sur une semaine. Un bon moyen d’alléger la charge des dinoflagellés sur les coraux qui reprennent vie, en même temps que l’ensemble du bac. Ce sera le moyen le plus rapidement efficace contre les dinoflagellés benthiques, je l’ai décrit dans l’article Balai UV germicide DIY.
• Pourtant le balai n’a jamais permis d’éradiquer totalement les dinoflagellés. Ostreopsis restait présent et Prorocentrum revenaient. Il fallait une action relais, biologique. Mais le développementb de diatomées était sans effet, et je n’ai pas su trouver les espèces de copépodes prédatrices des dinoflagellés. Je n’ai pas pu trouver à temps la méiofaune permettant de compléter la chaine alimentaire.
• Comme l’ajout de bactéries relatés efficace sur les forum US est resté sans effet chez moi, j’ai supposé que les nutriments présents n’étaient peut être pas suffisants pour contrecarrer les envahisseurs. C’est alors que j’ai introduit massivement des bactéries pré-cultivées. J’en expose le protocole dans l’article Bactéries en aquarium marin et récifal. J’ai vite compris que c’était le chaînon manquant dans mon arsenal quand j’ai vu les dinoflagellés se réduire, autant sur le sol que le décor. Le sable et les roches devenaient chaque fois plus propres et les nettoyages des filtres moins fréquents.
• Entre temps, les observations au microscope m’ont permis de mieux cerner les actions les plus efficaces :
  • Contre Ostréopsis : Nettoyage du décor à la pompe tous les 2 jours ; 10% de l’éclairage durant 3 jours ; stérilisateur UV dans l’eau et ajout de culture bactérienne durant 7 jours.
  • Contre Prorocentrum : Balai UV tous les jours en insistant de 2 à 10 minutes et ajout de culture bactérienne durant 7 jours.

Le bac a ainsi finalement été débarassé de ces foutus envahisseurs en une dizaine de jours.

Bon courage à vous !

En savoir plus

• Lutter contre les dinos : identification, état de l’art des moyens de lutte, Cap récifal – 12/2020
• Étude Taxonomique et Écophysiologique des dinoflagellés toxiques du Golfe de Gabès: Alexandrium minutum, Prorocentrum lima, Coolia spp. & Ostreopsis ovata, M. Abdennadher – Université de Sfax, Faculté des Sciences, (Tunisie, 03/2024.
• Caractérisation chimique des exsudats du dinoflagellé marin toxique Alexandrium catenella et de la diatomée marine Skeletonema costatum et étude de la réponse protéomique d’Alexandrium catenella en conditions de stress métalliques, Faouzi Herzi – Sciences agricoles. Université de Toulon; Faculté des sciences de Bizerte (Tunisie), 2013. Français.
• Impact de la température sur la biogéographie et la phénologie des dinoflagellés benthiques toxiques du genre Ostreopsis en Méditerranée et en Atlantique, Kévin Drouet – Laboratoire d’Océanographie de Villefranche, 12/2020
• Le phytoplancton des eaux marines libanaises et du Bassin Levantin, Sami Lakkis – Biologie, Biodiversité, Biogéographie – 2018
• Problem Dinoflagellates and pH, Reefkeeping 11/2006
• Étude du cycle de reproduction et de la diversité génétique spatio-temporelle chez le dinoflagellé toxique Alexandrium minutum, Aliou Dia – Thèse, HAL Open Science, 03/2014.
• Towards an Ecological Understanding of Dinoflagellate Cyst Functions,  Isabel Bravo, Rosa Isabel Figueroa – Microorganisms, 01/2014
• Diatom-dinoflagellate succession in the Bohai Sea: The role of N/P ratios and dissolved organic nitrogen components , Xiansheng Zhang, Water Research Vol. 251, 03/2024, 121150

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1. Dans les océans

Depuis des millénaires, le phosphore marque les périodes de l’évolution terrestre. Après la période de glaciation son lessivage a vu son taux considérablement augmenter dans les océans, contribuant ainsi au développement des algues, à la production de l’oxygène atmosphérique et de la radiation, contribuant à l’émergence de quantité d’organismes pluricellulaires, avides d’oligoéléments tels que le phosphore. Des ancêtres d’organismes dont nous faisons partie.

1.1. Aspects chimiques

Le phosphore n’existe pas à l’état libre, seulement associé à d’autres composés. Son taux dans l’eau de mer avoisine 2 µg/l dans les eaux de surface mais beaucoup plus à l’approche des zones côtières d’activités humaines, présent sous deux formes principales :

• Phosphates inorganiques, en particulier orthophosphates.
• Phosphates organiques, disponibles ou non pour les organismes tels que les algues.

1.1.1. Phosphates inorganiques

Les ions orthophosphates sont des composés chimiques issus de l’acide phosphorique H₃PO₄^– par perte ou substitution d’un ou plusieurs atomes d’hydrogène. Parmi ces derniers, le dihydrogénophosphate  H₂PO₄^–, l’hydrogénophosphate  HPO₄^2-, et le phosphate PO₄^3- sont les formes les plus fréquentes du phosphore inorganique. Par simplification, en aquariophilie on utilise le terme phosphate pour évoquer les différentes formes mesurées par les tests colorimétriques. En solution ces formes ioniques prédominent selon l’acidité de l’eau. Au pH 8,1 basique de l’eau de mer on trouve : 0,5 % H₂PO₄^–; 79 % HPO₄^2- ; 20 % PO₄^3-. Ce changement d’état trouve son importance lors des liaisons avec le carbonate de calcium en aquarium.

Faiblement basique   H₂PO₄^–  <-> HPO₄^2-  <-> PO₄^3-    fortement basique

Les polyphosphates sont les composés d’ions phosphates liés entre eux par un atome d’oxygène P-O-P. Instables dans l’eau, ils sont rapidement hydrolysés en phosphates inorganiques ou absorbés par les bactéries, les algues…

Sur terre les phosphates sont issus de l’érosion des terres avec, en sus aujourd’hui, les produits issus de l’activité humaine (agricole, industrie, déchets…).
Dans l’océan la concentration en orthophosphates sur les récifs est de l’ordre de 0,002 à 0.04 mg/l. Cette concentration varie dans des proportions considérables selon le lieu, la profondeur, dans la journée et surtout la proximité d’effluents rejetant des produits industriels, miniers ou agricoles. Les eaux de surface sont plus pauvres qu’en profondeur en raison des activités biologiques qui séquestrent le phosphate dans les organismes.

1.1.1. Phosphates organiques

Un phosphate organique, est une molécule comportant un élément carbone (la base de la chimie organique) et au moins un atome de phosphore. C’est un composé organophosphoré. Nous concernant, ces molécules sont produites par la matière des organismes vivants, la matière organique : ADN et ARN, phospholipides constituant en partie les membranes cellulaires, protéines etc. des poissons, invertébrés, végétaux. Ils jouent un rôle important dans la biologie des espèces vivantes. Leur rôle principal réside dans le transfert d’énergie et le stockage de l’information génétique. Ils sont cruciaux pour le métabolisme cellulaire et la transmission de l’information génétique d’une génération à l’autre.

Les formes organiques dans les tissus finissent par se décomposer dans l’eau à la mort des organismes. Leur minéralisation par les bactéries, accélérée par des enzymes les transforme en orthophosphates (inorganique) en partie remis en solution et de nouveau disponibles dans l’eau (cycle du phosphore).

Le tableau montre les concentrations relatives de C, N et P organiques dissous et la faible proportion de phosphore par rapport au carbone.

1.2. Aspects biochimiques

Les formes de phosphore, organique et inorganiques, subissent des transformations dans le cadre de processus biogéochimiques dynamiques entre les océans et les continents, sans phase gazeuse pouvant affecter l’atmosphère : le cycle du phosphore.

1.2.1. Le cycle océanique du phosphore

Ce cycle régule la distribution et la disponibilité du phosphore pour les organismes marins, influençant ainsi la productivité biologique et la structure des écosystèmes marins. On peut résumer le cycle du phosphore dans les océans ainsi :

1. Érosion, infiltration : les roches riches en phosphates, essentiellement de l’apatite s’érodent, en même temps que les pollutions issues des activités humaines, aujourd’hui très fortes dans le cycle, s’infiltrent dans les sols.
2. Dissolution dans l’eau de mer : les particules de phosphore se dissolvent dans l’eau de mer, libérant des ions phosphates inorganiques.
3. Assimilation par les organismes : les phytoplanctons absorbent le phosphore présent dans l’eau sous forme de phosphate inorganique. Ces organismes utilisent le phosphore pour construire des structures cellulaires, des acides nucléiques et d’autres molécules biologiques. Les algues absorbent directement les orthophosphates ou dégradent des phosphates organiques via des enzymes  pour libérer l’orthophosphate minéral assimilable. Certaines formes organiques peuvent aussi être assimilées par les organismes diazotrophes et les bactéries hétérotrophes
4. Transfert dans la chaîne alimentaire : lorsque les organismes consomment d’autres organismes, le phosphore est transféré dans la chaîne alimentaire marine.
5. Sédimentation, minéralisation : les organismes meurent et leurs débris organiques, riches en phosphore organique s’accumulent dans les profondeurs des océans. Les bactéries dégradent les matières organiques puis les minéralisent sous forme de phosphate inorganique libéré dans l’eau, ou enfoui dans les sédiments marins.
6. Remontée des sédiments : les sédiments marins peuvent remonter à la surface par des processus géologiques tels que l’upwelling, apportant ainsi des phosphates inorganiques à la couche supérieure de l’océan, notamment au plancton poursuivant ainsi la boucle.

1.2.2. Le phosphore dans les organismes vivants

Le schéma ci-dessus montre l’importance du phosphore, dans les couches superficielles des océans. D’une manière générale il agit dans tous les organismes vivants :

• Développement cellulaire : constituant des acides nucléiques, qui portent l’information génétique, et d’autres molécules, le phosphore est indispensable à la reproduction, la division cellulaire et à la croissance. Il est aussi un constituant des phospholipides, composants majeurs des membranes cellulaires, essentielles pour maintenir l’intégrité des cellules et réguler les échanges avec l’environnement. Enfin, composant crucial de l’ATP, principale source d’énergie pour de nombreuses réactions cellulaires. Les organismes utilisent l’ATP pour stocker et libérer l’énergie nécessaire à leurs divers processus métaboliques (mouvement, croissance, photosynthèse…). Le phosphore contribue également à la transmission des signaux qui régulent les activités cellulaires.
• Régulation du pH : Les phosphates sont impliqués dans la régulation du pH intracellulaire, contribuant à maintenir un environnement cellulaire optimal pour les réactions biochimiques.
• Réactions métaboliques : Le phosphore participe à de nombreuses réactions métaboliques, agissant comme un cofacteur ou un activateur pour de nombreuses enzymes. Ces enzymes sont impliquées dans des processus tels que la photosynthèse, la respiration cellulaire et la fixation de l’azote.

1.2.3. Le phosphore et le monde vivant marin

• Photosynthèse : composant essentiel des molécules ADN, ARN et ATP nécessaires à la photosynthèse pour produire les composés organiques indispensable à leur croissance et à leur développement.
• Structure du plancton : Les niveaux de phosphore influencent la composition spécifique du plancton. Certains organismes planctoniques plus compétitifs dans l’absorption du phosphore impactent la structure globale du plancton dans un écosystème.
• Biominéralisation : les phosphates sont essentiels à la minéralisation des structures biologiques. Par exemple :
  • Formation des coquilles et squelettes d’invertébrés marins : les ions phosphate sont des précurseurs clés dans la formation de carbonates de calcium et d’autres minéraux qui composent les structures minérales telles que les coquilles et les squelettes des mollusques, des échinodermes ou des coraux (cf. article Croissance du corail).
  • Minéralisation dans les tissus mous : le phosphore contribue également à la biominéralisation de structures dans les tissus mous des invertébrés, parfois à des fins de soutien structurel ou de protection. C’est les cas des sclérites des octocoralliaires (cf. article Octocoralliaires)
  • Structures de micro-organismes : les micro-algues unicellulaires diatomées biominéralisent des coques siliceuses, les frustules, qui les entourent et leur fournissent une certaine protection. Les foraminifères, protistes unicellulaires marins, sécrètent des coquilles calcaires complexes. De même
  • Nodules phosphatés : les sédiments marins des grandes profondeurs contiennent des agrégats riches en phosphore. Ils peuvent être partiellement remis en solution, à l’échelle de milliers d’années, avec une possible action bactérienne.
• Activité bactérienne :
• Niveau d’activité : le phosphore, tout comme l’azote, le fer et la lumière impacte l’évolution microbienne et son adaptation.
  Les mécanismes d’assimilation du phosphore varient d’une espèce à l’autre en fonction de leur adaptation à des environnements spécifiques. Par exemple leur activité évolue selon l’abondance en phosphore. En cas de carence, elles peuvent aussi intensifier leurs efforts pour capturer et assimiler ce nutriment essentiel. Certaines espèces se révèlent plus efficaces ou spécialisées dans certaines conditions. Le taux d’assimilation du phosphore varie aussi en fonction de leur croissance, la demande étant plus forte en phase de croissance. La présence d’autres composés dans le milieu peut influer, certains assimilés directement, d’autres peuvent nécessiter une hydrolyse préalable.
• Minéralisation bactérienne  : les bactéries sont responsables de la décomposition de la matière organique, y compris les débris de plantes et d’animaux morts dans l’océan. Certaines bactéries sont solubilisatrices de PO4 (PSB), a priori non totalement spécialisées, et parfois accumulatrices de phosphates (PAB). Elles opèrent dans les sédiments profonds mais aussi près de la surface au sein du plancton. Durant ce processus de minéralisation, plus rapide qu’on le pensait elles libèrent du phosphore sous forme de composés inorganiques, principalement des phosphates de nouveau disponibles en solution. Elles sont ainsi, à la base de la chaîne alimentaire marine, contribuant à la production primaire en fournissant des nutriments essentiels au phytoplancton, aux algues et aux plantes marines.
• Solubilisation des phosphates précipités : le phosphore est présent à la surface des roches sous forme de phosphate tricalcique : l’hydroxyapatite. Cette forme d’apatite est difficilement soluble dans l’eau expliquant en partie la faible quantité de phosphates dissous. Pourtant, dans le milieu naturel on assiste à une remise en solution. En effet, le pH s’acidifie : d’une part dans le milieu anoxique de sédiments profonds, et d’autre part les sécrétions acides des bactéries facilitent la dissolution du phosphate de calcium rendu de nouveau disponible dans le cycle biologique. Il en est de même de la dissolution des phosphates des os des animaux dont ces bactéries se chargent également.
• Équilibre écologique : Le plancton occupe une position fondamentale dans la chaîne alimentaire. Le plancton, producteur primaire, est la base des nourritures de nombreux organismes pour pourvoir aux besoins des plus petits organismes herbivores jusqu’aux poissons, contribuant ainsi à l’équilibre écologique des écosystèmes aquatiques. La concentration en phosphore peut être un facteur limitant la croissance du plancton et des algues, localement ou géographiquement. Elle peut être aussi un facteur aggravant, au point de générer les pollutions que nous constatons épisodiquement sur nos côtes en présence d’engrais phosphorés.

1.2.4. Le phosphore et les coraux

Assimilation du phosphore par les coraux

Elle se réalise selon plusieurs voies : :

• Adsorption à partir de l’eau de mer : les coraux sont en mesure d’adsorber les nutriments, y compris les phosphates. Soit directement à partir de l’eau de mer qui les entoure via la cavité gastrique, soit au travers des tissus membranaires, par voie intracellulaire ou para cellulaire.
• Symbiose avec les zooxanthelles : les algues symbiotiques utilisent les phosphates dissous dans l’eau pour réaliser la photosynthèse et produire des composés organiques, dont une partie transférée aux coraux est source de nutriments .
• Capture de particules organiques : les coraux capturent des proies, vivantes ou mortes, et des particules organiques contenant du phosphore provenant de la décomposition de matières organiques dans l’eau de mer.
• Recyclage des déchets : les coraux peuvent recycler les déchets phosphorés issus de ses propres métabolismes et des zooxanthelles qu’il héberge.

Le phosphore dans la calcification du corail

La biominéralisation du squelette calcaire nécessite du phosphore dans un ratio calcium/phosphore permettant la précipitation efficace du carbonate de calcium. Il interagit avec d’autres éléments tels que le magnésium, le strontium et le fluor, qui peuvent influencer la formation des cristaux naissants et la structure du squelette calcaire. Un taux insuffisant peut limiter la calcification et la croissance du corail. Des mesures ont établi qu’un taux excessif conduit au ralentissement de la biominéralisation au dessus de 0,2 mg/l PO4, voire à son inhibition progressive à des taux excédant 2 mg/l PO4, selon de nombreux scénarios qu’il reste à démontrer. Il faut noter que, contrairement aux idées reçues, considérant le ratio squelette/biomasse des coraux hermatypiques, le besoin en phosphates pour calcifier est supérieur chez les SPS que les LPS.

2. En aquarium marin et récifal

2.1. Le cycle du phosphore en aquarium

Bien que les conditions ne soient pas celles du milieu naturel, en aquarium le phosphore suit un cycle similaire que Carlos Cabrera a résumé dans Le cycle aquatique du phosphore sur Cap Récifal.

2.2. Sources de phosphates dans l’aquarium

2.2.1. Sources de phosphates inorganiques (orthophosphates)

Sources habituelles

En aquarium, cette forme de phosphate directement assimilable par les coraux et autres organismes marins provient principalement de sources telles que :

• Aliments secs pour poissons : La nourriture en flocons contient bien souvent environ 1 % de phosphore (3 % de phosphate). Il suffit de lire l’étiquetage pour s’en assurer. Cette seule source peut générer une augmentation progressive dépassant 0,4 mg/l. Ce taux ne sera pas celui mesuré dans l’eau si les poissons consomment ces aliments, mais il en résulte une production de déchets de dioxyde de carbone, de phosphate et d’azote (ammoniac, nitrite, nitrate, etc.). Le taux sera plus important si la population ne consomme qu’une partie des aliments.
• Aliments divers : Les fruits de mer en conserve, surgelés ou parfois frais peuvent contenir des sels de phosphate inorganiques comme agents de conservation. Leur rinçage permet de réduire la charge introduite dans l’aquarium.
• Eau du réseau : Quand elle est utilisée pour les changements d’eau, voire un système d’osmose non performant.
• Phosphates précipités : Les ions calcium Ca²⁺ et les ions phosphate PO₄^3- réagissent pour former un précipité solide de phosphate de calcium, sous forme de particules insolubles dans l’eau. La précipitation peut se produire dans l’eau, sous forme parfois visible de flocons blancs qui se déposent sur le décor, les coraux, les algues, ou bien à la surface de substrats calcaires (sable, roches, parois de l’aquarium…). Elle est favorisée par une alcalinité élevée (KH), un pH élevé (par exemple en sortie de réacteur à hydroxyde de calcium), une forte concentration en PO₄^3- , le métabolisme des poissons, des plantes et des bactéries. Ainsi éliminés de la colonne d’eau, les phosphates peuvent se remettre en solution selon les conditions environnantes.

Relarguage de PO4 par les pierres (PV) saturées : mythe ou réalité ?

Le phosphate est présent au sein des pierres sous plusieurs formes :

• Sédiments phosphatés : des sédiments phosphatés minéraux ou organiques, non chimiquement liés au substrat, engorgent les interstices des pierres. Une situation que nous mesurons par un taux élevé de PO₄ quand il s’agit de reconditionner des pierres sèches, même longuement nettoyées suivant le protocole décrit dans l’article Recycler des pierres usagées. Cet engorgement réversible est en général ce que l’aquariophile pense être un relargage de pierres anciennes. Il n’en est rien. En aquarium les sédiments organiques sont facilement minéralisés par les bactéries sous formes dissoutes, c’est la principale source de phosphate en aquarium. Le brassage et le nettoyage superficiel des pierres contribuent à maitriser la situation..
• PO₄ adsorbé : il s’agit d’attractions ioniques faibles ou de liaisons plus fortes mais réversibles. Une fixation de surface évoluant selon les conditions (pH, KH…) comme un tampon, mais ne saturant pas les pierres.
• PO₄ amorphe : il s’agit d’un précipité solide (ex. phosphate de calcium CaPO₄) temporaire, résorbé dans les biofilms à pH acide. Il n’y a pas de saturation sur le long terme.
• PO₄ cristallin : dans des conditions particulières de saturation et de pH élevé le phosphate de calcium cristallise lentement sous forme d’hydroxyapatite. Cette forme de phosphate de calcium très dure (un constituant des os et de l’émail des dents) est très peu soluble aux conditions de l’aquarium. Ainsi les pierres calcaires accumulent potentiellement lentement des phosphates issus de la colonne d’eau. On peut évoquer une saturation des pierres. Quels sont alors les risques d’un relarguage ?

Risque de relarguage de pierres saturées :

Dans le milieu naturel, dans des conditions particulières d’acidification aidées par l’activité bactérienne, l’apatite peut être remise en solution, libérant des phosphates dans le cycle du phosphore. En effet, elle commence à se dissoudre à partir de pH 7 et s’accèlère à pH 3. Un tel pH peut s’obtenir dans le milieu anoxique des sédiments des grandes profondeurs océaniques. Cependant il ne descend en dessous de 7,5 qu’au-delà de 5 mètres d’épaisseur sédimentaire. Une situation bien évidemment impossible dans les quelques centimètres de sable d’un aquarium, qu’il soit de type Berlinois, à lit de sable épais (DSB) ou système Jaubert.

Une autre hypothèse a été émise : les bactéries utilisent des enzymes phosphatases et produisent des acides organiques agissant comme agents chélatants en libérant les ions phosphate de l’apatite, potentiellement biodisponibles pour les organismes (algues, phytoplancton…). Ces bactéries sont en mesure de dissoudre du phosphate de calcium, d’accumuler des phosphates inorganiques pour les libérer dans de bonnes conditions, ou à leur mort. Cependant des travaux sur les couches sédimentaires tendent à conclure à la non biodisponibilité du phosphore apatique et à la biodisponibilité du seul phosphore non apatique. Il n’y a donc aucun risque de retrouver dans l’eau de nos aquariums des phosphates "relargués" par les substrats, issus de la pécipitation en hydroxyapatite sur le sable et les roches du décor.

Le relarguage de PO₄ par des pierres agées, saturées, relève bien d’une croyance aquariophile.

2.2.2. Sources de phosphates organiques

Il est difficile de mesurer le phosphore organique. En aquariophilie récifale il provient de sources identifiées :

• Décomposition des particules organiques sédimentaires : les excréments de poissons, restes de nourriture, algues mortes, animaux et végétaux en décomposition etc. se décomposent dans les sédiments pour être plus tard reminéralisés par les bactéries en phosphates inorganiques biodisponibles.
• Polyphosphates : présents dans certains additifs pour aquarium, ils se décomposent assez vite en phosphates inorganiques.

2.3. Consommations du phosphore en aquarium

Les processus de consommation et de transformation sont similaires à ceux déjà évoqués en milieu naturel.

2.4. Taux de phosphates, bioindicateurs

En aquarium récifal le contrôle des nutriments carbone, azote et aussi phosphore, est crucial pour maintenir un environnement viable pour les coraux et autres organismes marins. En carence, il peut être un facteur limitant le développement des organismes vivants. A contrario un excès de phosphore peut générer des problèmes.

2.4.1. Carence, taux mini, facteur limitant

Le phosphore est indispensable au développement des habitants de l’aquarium, mais le besoin est limité. Contrairement à l’objectif zéro phosphate autrefois préconisé, le taux devrait toujours se situer au minimum à un niveau plus que détectable. Compte tenu des fluctuations, nous visons un taux minimal 0,02 mg/l PO4 pour éviter des effets négatifs sur la croissance des tissus et au-delà, la santé et la faiblesse du corail face à d’autres agressions. La carence en phosphates est d’autant plus critique que le taux d’ammonium est faible. Dans l’impossibilité de puiser ses nutriments (ammonium) directement, le corail exploite les nitrates en extrayant des ions oxygènes réactifs très oxydants et sources de brûlures des tissus d’autant plus qu’ils sont exposés a la lumière directe.

Les carences sont détectables par :

• Croissance des algues : En excès les algues consomment l’essentiel du flux de phosphates au point que les tests mesurent zéro.
• Couleurs des coraux plus pâles : du fait des métabolismes moins performants, une photosynthèse ralentie
• Croissance du corail ralentie : pour les mêmes raisons.

2.4.2. Excès, taux maxi, facteur aggravant

l’aquarium récifal est le plus souvent confronté à un taux excessif. De plus une prolifération d’algues peut masquer un flux important de phosphore traduit par un faible taux mesuré dans l’aquarium. En aquariophilie récifale, la concentration devrait se situer en dessous de 0,15 mg/l au-delà de laquelle on peut constater  :

• Croissance des algues : En excès les algues filamenteuses, rouges… dont les indésirables, prolifèrent à un niveau parfois insoutenable pour les coraux et l’esthétique de l’aquarium. Elles procèdent par étouffement autant que par allélopathie, certaines algues perforatrices des coraux sont à l’origine de la fragilisation des squelettes. Leur développement naît en principe à leur source sur le sable ou le décor.
• Inhibition de la biominéralisation : La calcification des coraux, des algues corallines, des oursins, des coques de gastéropodes… se trouve réduite, voire stoppée. Cette inhibition est particulièrement visible sur les coraux fins à pousse rapide tels que Sériatopora hystrix qui ne présente alors plus ses pointes acérées.
• Fragilité du squelette : les scléractiniaires moins dense sont potentiellement plus fragiles.
• Brunissement des coraux : L’excès de phosphate à cause du développement des zooxanthelles se traduit également par un brunissement des coraux.
• Croissance des poissons : Elle est affectée dès 3 mg/l PO4.

2.4.3. Ratio azote N / phosphore P

Les tissus des êtres vivants se caractérisent par un ratio C/N/P en carbone, azote, phosphore dans leurs tissus, variable selon l’environnement. Ces éléments, mais ce ne sont pas les seuls, agissent ensemble. Par exemple il suffit d’une carence en phospore (facteur limitant), et le métabolisme des bactéries ne leur permet plus d’assimiler les nitrates. L’inverse est aussi vrai. S’écarter des ratios nuit à certaines espèces et profite à d’autres qui prennent l’ascendant. Cela se traduit, en aquarium récifal, par le respect d’un juste équilibre entre nitrates et phosphates de l’ordre de 100/1 à 150/1. Par exemple 0,05 mg/l PO4 et 5 à 7,5 mg/l NO3.

Un déséquilibre important de ce ratio, a fortiori s’il s’inverse avec un taux de phosphates supérieur à celui des nitrates, se manifeste par un développement d’algues indésirables, de cyanobactéries et à terme, de dinoflagellés. Et nous l’avons tous constaté à nos dépends : des déséqulibres chimiques, même résolus, peuvent en entrainer d’autres, biologiques, bien plus difficiles à solutionner.

Pour mémoire, ce ratio est expérimental et ne doit pas être confondu avec la valeur du rapport de Redfield N/P 16/1 lequel, rappelons-le, concerne la moyenne relevée spécifiquement dans le phytoplancton océanique. De plus ce dernier exprime un rapport molaire (16 atomes N pour 1 atome P). Le ratio de Redfield des deux composés exprimés en mg/l serait 7/1.

3. Mesurer les PO4

La gestion des phosphates doit bien considérer que la mesure du taux de phosphates inorganiques dissous dans l’eau ne reflète qu’une partie du flux global. En effet les végétaux, sédiments, précipitations, dissolutions… contribuent au cycle, en absorbent une partie pour en remettre dans le circuit. C’est ainsi que l’on peut avoir un développement algal même avec peu de phosphates mesurés. Cette part est invisible par les tests classiques et parfois suffisamment importante pour impacter le cycle dans l’aquarium. Ainsi on peut vérifier le taux de phosphates dans l’eau mais aussi sur les éléments du décor.

3.1. Tester les PO4 fixés sur le sable et les roches calcaires

On peut vouloir tester les substrats calcaires, soit que l’on doute, soit que l’on souhaite recycler des pierres usagées. Personnellement, je réalise un test colorimétrique d’une eau mise en contact avec le substrat (sable ou pierres), dans des proportions réalistes :

1. Préparer un volume d’eau salée fraîchement préparée, exempte de phosphates.
2. Introduire un volume de sable (ou pierre) sec, correspondant à celui de l’aquarium. Par exemple 15 mm dans un récipient de 20 cm de hauteur si on prévoit 4 cm dans un aquarium de 55 cm de hauteur d’eau.
3. Agiter fortement
4. Laisser décanter plus de 2 h.
5. Réaliser le test colorimétrique.

La méthode thermique Fauna marin consiste à réaliser un test colorimétrique sur de l’eau du bac chauffée proche de l’ébullition et le comparer avec le test sur l’eau issue directement du bac pour en déduire un "facteur de dépôt".

3.2. Tester les PO4 dissous dans l’eau

Les tests colorimétriques classiques du hobby permettent d’évaluer l’évolution de la teinte de l’eau après formation d’un complexe coloré avec des réactifs spécifiques.  Ils ne mesurent que les orthophosphates (inorganiques) dissous qui ne reflètent qu’une portion des phosphates en excluant les formes inorganiques non dissoutes et organiques. Il existe des test phosphates organiques cependant relativement complexes et coûteux.

Les photomètres procèdent du même principe que les colorimètres sauf que l’analyse de la coloration n’est pas visuelle mais résulte de la mesure de l’intensité lumineuse résiduelle, non absorbée, d’un faisceau lumineux après avoir traversé l’échantillon. L’appareil produit un spectre rayonnant adapté et une échelle de mesure calibrée pour chaque type de produit. Les modèles diffèrent par leur sensibilité et le protocole de mesure.

Photomètres pour aquariophilie eau de mer

L’analyse par spectrométrie de masse à plasma à couplage inductif (ICP-MS), technique analytique puissante et précise permet de déterminer la concentration d’éléments présents dans un échantillon d’eau de mer à très faibles concentration. La limite de détection du phosphore est environ 0,2 µg/l. L’ICP mesure l’élément phosphore, qu’il soit sous forme organique ou inorganique. La différence avec un test phosphate permet de déduire la part organique.

4. Prévenir et maîtriser les phosphates

Avant de poursuivre, il faut bien être conscient que toute modification du taux de phosphate, de quelque manière que ce soit, impacte l’ensemble du système. Il convient de procéder méthodiquement et progressivement, en mesurant les nutriments qui peuvent évoluer vite, et en observant la réaction des invertébrés qui évolue plus lentement, à l’échelle de quelques semaines. En effet, l’activité bactérienne et les algues s’adaptent, avec eux les nitrates, les oligoéléments évoluent, de nouveaux équilibres biologiques s’installent, avec quelques réactions chimiques. Aussi, les actions sur les phosphates ne devraient se limiter qu’au juste nécessaire pour retrouver une situation stable, sans perfusion.

4.1. Augmenter le taux de phosphates

En principe on ne supplémente pas le phosphore régulièrement. Les phosphates étant un élément essentiel d’un système équilibré, ils doivent être naturellement stables. Afin d’obtenir un taux minimum vital, il est parfois nécessaire d’augmenter ponctuellement le taux de phosphates, notamment dans les aquariums très peu peuplés en poissons. Cette opération doit, bien entendu, se réaliser sous contrôles réguliers.

• Additifs phosphatés commerciaux : les suppléments (phosphate de sodium, de potassium, sels de phosphate divers, acide phosphorique), souvent dénommés "phosphate plus", permettent d’augmenter les phosphates dans les aquariums récifaux. Généralement disponibles sous forme de solutions liquides ou de poudres, doivent être dosés strictement et conformément aux instructions du fabricant.
  Des substrats nutritifs permettent de libérer lentement des nutriments, y compris des phosphates, dans l’eau au fil du temps. Utilisés comme engrais pour les aquariums d’eau douce plantés, il n’existe pas à ce jour de produit similaire pour l’aquarium récifal.
• Solution phosphatée DIY : réaliser une solution à 0,1 % de PO₄ (calculateur Calculateur Supplémentation) avec l’un des produits suivants :
  • Dihydrogénophosphate de potassium (monopotassique) : diluer KH₂PO₄ à raison de 1,43 g/l d’eau osmosée.
  • Hydrogénophosphate de potassium (dipotassique) : diluer K₂HPO₄ à raison de 1,83 g/l d’eau osmosée.

  1 ml de cette solution augmente les PO₄ de 10 µg/l (0.01 mg/l) dans 100 litres d’eau de l’aquarium.

• Alimentation plus importante  : Augmenter la quantité, la fréquence et la variété d’alimentation des poissons et des invertébrés avec des aliments riches en phosphates.
• Réduire l’éclairage  : cela réduit la croissance des algues consommatrices de phosphates, si elles sont déjà présentes. Une méthode à éviter dans le cas contraire.
• Réduire les changements d’eau  : Pour ainsi accumuler les déchets organiques.
• Réduire l’écumage : afin de moins exporter les bactéries assimilatrices de phosphates. Les phosphates organiques resteront dans le circuit pour être plus tard minéralisés en phosphate inorganique dissous.
• Réduire ou supprimer tout traitement antiphosphate : c’est une évidence.

4.2. Diminuer les phosphates

La réduction des phosphates procède différemment selon que l’on vise les phosphates inorganiques ou organiques dissous.

4.2.1. Précipiter les orthophosphates inorganiques

Le phosphore se lie très facilement à de nombreux éléments. En présence de calcium il se forme un phosphate de calcium Ca₃PO₄², l’hydroxyapatite (présente dans nos os et dents), un composé très dur et insoluble. La précipitation se produit plus aisément en présence d’alcalinité KH, pH et PO4 élevés. L’apatite précipite dans la colonne d’eau sous forme de flocons que l’on peut extraire par la filtration et également par écumage quand les flocons s’enrobent de matières organiques. Le phosphate de calcium se lie aussi aux substrats calcaires (sable, roche). Il est alors difficilement soluble et il y a peu de risque à le retrouver solubilisé dans l’eau.

Quelques principes pour la précipitation des phosphates :

• Précipiter avec hydroxyde de calcium : on peut volontairement et efficacement provoquer la précipitation à la sortie d’un réacteur à hydroxyde de calcium (RAH) où les conditions de sursaturation sont réunies. Ce ne sera pas le cas à la sortie d’un réacteur à calcaire (RAC) du fait du pH plus faible lié au CO₂.
• Précipiter avec des additifs de nature à augmenter pH et carbonates.
• Filtrer les floculations : issues de la précipitation naissante dans la colonne d’eau.
• Maintenir pH et KH : conserver des valeurs de pH et alcalinité KH à un niveau stable et suffisant 8 dKH et 400 mg/l Ca pour limiter le risque de remise en solution.

4.2.2. Limiter pollueurs et pollutions

• Population de poissons adaptée : Le métabolisme de poissons de grosse taille ou surpeuplé produit des déchets qu’il faut traiter.
• Nourriture adaptée : c’est une des causes principales. Toute nourriture introduite dans le bac est source de pollution. Réduire l’apport de nourriture et, si besoin, rincer la nourriture congelée à l’eau du robinet dans une épuisette fine. Une simple boîte d’artémias vivants contient un taux de phosphates de 2 mg/l, soit 0,12 mg par boite de 60 cl. Ce n’est rien considéré au volume du bac, mais jour après jour… Les coraux eux, devront être nourris spécifiquement en limitant la dissémination de nourriture liquide dans l’eau.
  Il faut toutefois noter que l’apport de PO4 par le biais de nourritures congelées peut être parfois nécessaire au développement de la microfaune et des bactéries bénéfiques dans le cycle du phosphate. L’observation du bac conduira à la meilleure attitude.
• Eliminer les déchets, réduire les sédiments : vérifier l’absence de décès chez les poissons ou les détritivores. Eliminer les algues en décomposition, elles relâchent des minéraux sources de phosphate. De la même manière, élaguer le refuge algal.
  La population de détritivores nettoie les substrats et remet en suspension les sédiments riches en phosphore.
• Brassage, débit d’eau : dans cette logique le brassage permet de décoler et maintenir les sédiments dans la colonne d’eau et la circulation de les évacuer vers la cuve de traitement.
• Chaine alimentaire : assurer la continuité de la chaine alimentaire vers les microorganismes (détritivores, méiofaune, bactéries) de manière à réduire progressivement les déchets.
• Filtration mécanique  elle extrait les déchets organiques avant leur décomposition.
• Eau de complément : privilégier l’eau correctement osmosée à l’eau du réseau ou de source aux taux de phosphates aléatoires. Même à taux très faible les phosphates peuvent s’accumuler pour atteindre des taux élevés.
  Augmenter la fréquence ou le taux réduit provisoirement les phosphates en solution, le temps de trouver un équilibre.
• Sel de préparation et additifs : des sels de mauvaise qualité, et certains kits de supplémentation contiennent des phosphates.
• Granulat calcaire du RAC : à part le carbonate de calcium synthétique (Calcialith), les granulats calcaires naturels contiennent plus ou moins de phosphate. Le RAC même s’il apporte calcium, strontium et magnésium peut à son faible pH, avec un granulat de mauvaise qualité, dissoudre et libérer les phosphates liés au substrat. il convient d’éliminer les éventuels bris de coquilles.

4.2.3. Déphosphater sable et pierres

Les sables calcaires grossiers issus de squelettes coralliens contiennent tous du phosphate en quantité variable. Les sables d’aragonite fins en sont normalement dépourvus tout comme les carbonates de calcium synthétiques (Calcialith…). Les coquilles de mollusques sont elles, fortement chargées. Avant d’introduire un sable, il est préférabble de vérifier et, si besoin trier manuellement tout ce qui ne semble pas calcaire.

L’accumulation et la fixation des phosphates sur le sable s’établit au cours du temps. En effet, le sable calcaire facilite la coprécipitation de phosphate de calcium à sa surface. L’eau de l’aquarium étant assez chargée en phosphate (par rapport à l’eau naturelle) une quantité de précipité s’accumule sur chaque grain de sable.

4.2.4. Réduire les phosphates par voie biologique

Cette voie consiste à exploiter l’aptitude des organismes vivants à assimiler le phosphore sous forme organique et les extraire à leur décès, avant qu’ils ne deviennent disponibles dans l’eau sous forme inorganique.

Microfaune

La microfaune, le zooplancton, le phytoplancton… assimilent les phosphates et seront éliminés à leur mort par décantation, siphonage et écumage.

Bactéries accumulatrices de phosphates (PAB)

Les PAB accumulent le phosphate dans leurs cellules, au-delà de leurs besoins immédiats comme nombre de bactéries, généralement sous forme de polyphosphates, plus ou moins selon l’espèce, et parfois selon l’environnement. Cette réserve leur est utile pour répondre à des besoins divers : stockage d’énergie, réserve de nutriments, adaptation aux fluctuations et stress environnementaux. On a donc avantage à entretenir la population et la diversité du spectre bactérien par ajouts occasionnels de bactéries diverses, voire issues du milieu marin, par l’entretien de la masse bactérienne, en assurant la disponibilité en nutriments C/N/P.

En général il suffit d’ajouter du carbone, l’azote et le phosphore étant largement disponibles. Ceci peut se réaliser directement dans l’aquarium ou mieux, de façon plus maitrisée, dans un réacteur à bactéries (RAB). Les apports de carbone organique sont assurés par l’ajout d’alcool, d’acides, de sucres… tels que vodka, vinaigre, sucre (méthode VSV), ou de solutions du commerce telles que NO₃-PO₄-X de RedSea. Comme l’explique Sharon Ram dans la publication RedSea, le Nopox contient plusieurs composants carbonés ainsi que des cofacteurs enzymatiques indispensables au métabolisme des bactéries et propres à développer des PAB. Les biofilms générés, riches en phosphore, finissent par se désolidariser du substrat pour être efficacement éliminés par écumage.

On veillera dans ce processus à ne pas réduire trop rapidement les nitrates par rapport aux phosphates au risque de voir se développer des cyanobactéries. Certaines bactéries se développent plus ou moins selon le type de carbone. On évitera les préparations personnelles qui s’écarteraient trop des standards de manière à ne pas risquer de privilégier des bactéries pathogènes.

Cultures d’algues

Les végétaux utilisent les phosphates comme engrais. Les algues supérieures, cultivées dans un refuge à algues, permettent d’absorber quantité de nutriments en plus d’établir une faune indispensable au cycle du phosphore. Ce processus impose quelques précautions :

• Elaguer régulièrement les algues avant leur décomposition pour exporter nitrates et phosphates.
• Maitriser les autres nutriments influents (azote, fer…).
• Le refuge algal devient un facteur aggravant quand le taux de phosphate est faible.
• La lyse de certaines algues (caulerpes) lors de leur reproduction, povoque une augmentation de phosphates. L’écumeur doit être réactif.

4.2.5. Ecumer les matières chargées de phosphore organique

L’écumeur correctement dimensionné est quasiment le seul moyen de traiter les phosphates organiques. Il permet d’exporter les organismes (bactéries, microfaunes, vivantes ou mortes, excrétions…) ayant accumulé du phosphore, avant qu’ils se décomposent en phosphate, nitrate, sulfate, etc. Bien sûr, sous réserve que le spectre bactérien contienne des espèces bactériennes fixatrices ou accumulatrices de phosphates. Les orthophosphates inorganiques quant à eux, ne peuvent être évacué par ce système, leur charge ionique ne permettant pas une attraction à l’interface air/eau.

4.2.6. Traiter avec des anti phosphates

Liants métalliques divers

Dans l’eau, les ions phosphate peuvent se lier à divers ions métalliques pour former des précipités ou des complexes solubles. Certains métaux réagissent plus facilement avec les phosphates que d’autres, tels que les phosphates de calcium, de fer, de magnésium, etc.
Parmi les composés destinés à lier les phosphates : le chlorure ferrique, le chlorure de lanthane, le sulfate d’aluminium, l’alun un sel d’aluminium et de potassium floculent les phosphates qui peuvent être éliminés par l’écumeur, parfois enrobés de matière organiques. Le commerce aquariophile n’identifie pas de tels produits pourtant communs dans les systèmes de traitement des eaux.

• Chlorure ferrique FeCl3 aussi appelé chlorure de fer(III), perchlorure de fer ou trichlorure de fer. Le fer trivalent (Fe³⁺) précipite rapidement les orthophosphates. La réaction : Fe³⁺ + PO₄³⁻ → FePO₄(s) aboutit au phosphate ferrique (FePO₄) insoluble. S’agissant d’une molécule chimique on sait doser exactement la quantité nécessaire pour extraire une quantité de PO4. La précipitation est instantanée, sous forme de flocons (floculation) extraits par filtration 200 µm et écumage. Il est d’usage de doser la quantité répartie dans la journée et en amont des filtrations. Le précipité dosé justement ne s’accumulant pas dans l’aquarium, il présente tous les avantages des résines ferriques sans leurs inconvénients.
  Préparations commerciales : Turtle System Phosphates REMOVER  rare fabiquant à préciser la composition. Salifert Phosphate eliminator s’avère efficace, comme d’autres marques qui ne précisent pas leur contenu.
  Solution DIY : à partir de Chlorure de fer III, en prenant toutes les pécautions (gants, lunettes…) liées à la manipulation de solutions acides. 0.2 ml de cette solution précipitent 0.01 mg/l de PO4 dans 100 litres d’eau de l’aquarium.
  Ne pas réduire les PO4 au-delà de 0,02 mg/l par jour. La solution peut être réalisée :
  • Á partir de cristaux solides brun/orange de chlorure de fer (III) Hexahydraté (FeCl3 · 6H2O). Peser 14,2 g FeCl3·6H2O dans 1 litre d’eau osmosée.
  • Á partir de liquide brun foncé dilué à 40%  chlorure ferrique 40%. Le concentré est corrosif, il faut toujours l’ajouter dans l’eau osmosée, et non l’inverse. Pour préparer 1 litre de soution, peser 21,5 ml de concentré 40 % dans 978,5 ml d’eau osmosée.
• Oxydes ferriques granulaires (GFO) : Star du traitement anti phosphate par sa simplicité et efficacité. Les ions négatifs des phosphates se lient aux ions positifs des oxydes ferriques. L’adsorption du phosphate se poursuit jusqu’à saturation des liaisons. Il convient d’ôter le média après un laps de temps qui dépend de la concentration en PO4. Les réactions peuvent également produire des précipités insolubles éliminés par filtration mécanique et décantation ou accumulés dans l’aquarium.
  Ce produit, de couleur brun rougeâtre à presque noir, peut conduire à une augmentation du taux de fer dans l’eau, apparemment sans effet négatif sur le développement des algues, l’effet antiphosphate prenant le dessus. Il s’avère également susceptible de relarguer une partie de ce qu’il a adsorbé. Il convient de ne pas laisser le média dès qu’il a perdu son efficacité. On a pu lui reprocher des précipitations locales de carbonate de calcium à proximité. La prudence conseille de ne pas laisser le média à côté de pompes surtout avec un KH élevé.
  Le commerce dispose de nombreux oxydes ferriques : hydroxydes de fer Rowaphos de Rowa, PowerPhos Fauna marin, Microbe Lift Phos-Out 4, Colombo Phosphat minus et PhosEx Ultra de JBL… qui propose une version pour bassin, économique et performante en récifal. Tous ces produits ne sont pas égaux, ils se différencient par la granulométrie et surtout, certains contiennent une proportion non négligeable de fines poussières susceptible de se déposer sur les décors et animaux sessiles. Le rinçage préalable des granulés, de préférence à l’eau salée, est impératif.
• Chlorure de lanthane : les ions lanthane réagissent pour former un précipité insoluble de phosphate de lanthane sous forme de floculats extraits par l’écumeur, la filtration mécanique ou la décantation. Le chlorure de lanthane doit être injecté avec un système de mélangeage et très régulièrement pour assurer une parfaite filtration dès la floculation et de manière maitrisée, le lanthane devenant toxique pour les invertébrés par bioaccumulation ou accumulation dans les sédiments. Certains commerçants ne semblent pas s’inquiéter de ce risque dans leurs préconisations. Parmi les produis : Tridacna lanthane, Grotech Remophos, Colombo Phosphate algae EX et potentiellement Salifert Phosphate eliminator dont je retiendrai la bonne efficacité, notamment en présence de taux élevés de PO4. La société Neo3plus propose un équipement pour délivrer le chlorure de lanthane en toute sécurité.   
• Paille de fer : Pour mémoire, on peut citer la paille de fer, autrefois utilisée de manière très efficace, déposée dans un panier ouvert, non percé, dans la cuve technique. Son action rapide peut blanchir l’eau les premières heures puis s’éclaircir, sans incidence néfaste sur l’équilibre de l’eau. L’inconvénient majeur est l’oxydation rapide des fibres métalliques et la limaille que l’on retrouve dans l’aquarium, noircissant le décor si l’on n’a pas pris la précaution d’interposer des filtres mécaniques. Les granulés GFO ont été de ce point de vue une avancée appréciée.
• Oxydes d’aluminium : également très efficace les oxydes ou hydroxydes d’aluminium procèdent du même principe que les oxydes métalliques. Puissant antiphosphate, il agit en quelques jours. A placer dans une chaussette en aval de l’écumeur (il nuit à son fonctionnement). Retirer lorsque le l’objectif est atteint, l’élément aluminium introduit dans l’eau devient toxique au-delà d’un certain seuil. Des aquariophiles ont relaté une irritation des coraux par du produit non dissout. Les oxydes ferriques ne présentent pas de tels risques. Suivre également une éventuelle chute du potentiel Redox. Parmi les produits du commerce : Phosguard de Seachem, Microbe Lift Sili-Out 2…

Zéolithes (silico aluminates)

Bien que n’étant pas utilisées lors de traitements antiphosphate, elles contiennent de l’aluminium en mesure d’en adsorber lentement.

Charbon actif

Le charbon actif adsorbe les phosphates en surface, comme de nombreux composés. Son efficacité dépend du type de charbon actif utilisé et de la concentration de phosphates dans l’eau, rapidement saturé à forte concentration. Sélectionner un charbon actif certifié sans phosphates. On peut tester le charbon après trempage d’une petite quantité dans une eau déminéralisée.
Bien que ce ne soit pas le meilleur moyen d’éliminer les orthophosphates inorganique, il a l’avantage de fixe efficacement les matières organiques contenant du phosphate (phospholipides).

Polymères organiques

Dits séquestrants ou agents de complexation, ils agissent en formant des complexes avec les ions phosphate, réduisant ainsi leur concentration dans l’eau : polyacrylates ; polyphosphonates, polymères naturels (chitine) ; polyamines, polyéthylèneimine… Leur efficacité reste à démontrer sur les orthophosphates. Les polyelectrolytes cationiques sont utilisés pour améliorer la floculation en complément des coagulants métalliques semblent plus efficaces. Ils sont parfois associés à des contre-ions tels que les chlorures (Cl⁻) ou les sulfates (SO₄^2-) pour une meilleure solubilité dans l’eau.

Résines échangeuses d’ions

Polymères de synthèse, elles éliminent les phosphates de l’eau par échanges d’ions, comme leur nom l’indique. En aquariophilie, compte tenu de la charge en composants de l’eau de mer, elles seraient très rapidement saturées. On les réserve donc au traitement de l’eau douce après osmose.

5. Synthèse de la maintenance des phosphates

Pour clore cette publication, ce tableau résumé.

Bonne lutte !

6. En savoir plus

• Comprendre les phosphates – magazine Zebrasomag n°5
• Phosphate and the Reef Aquarium Reef keeping (Randy Holmes-Farley)
• Short Take: Calcium Reactor Substrate — Phosphate Levels. Greg Hiller. Advanced Aquarist, volume II, 2003.
• Phosphate and the Reef Aquarium Randy Holmes-Farley Reefkeeping 09/2008
• Absorption et devenir du phosphore au sein de la symbiose corallienne Claire Godinot – Thèse 06/2013
• Les formes de phosphore particulaire et sédimentaire en environnement côtier. Méthodes d’analyse, biodisponibilité, échange Françoise Andrieux-Loyer – Thèse 6 mai 1997
• Le phosphore dans les sédiments aquatiques : formes géochimiques et méthodes d’identification, Françoise Andrieux – Ifremer, 05/1991
• Le cycle aquatique du phosphore Carlos Cabrera – Cap récifal 06/2021
• Microbes and the Marine Phosphorus Cycle, Sonya T. Dyhrman – 06/2007
• Effects of elevated nitrogen and phosphorus on coral reef growth,
  Donald W. Kinsey, Peter J. Davies. Limnology and Oceanography 09/1979
• Contribution à l’étude du métabolisme bactérien dans l’enlèvement biologique du phodphore des eaux usées, LmaHfoud Asmlal – Université Sherbooke 10/1996.
• Réduction des nitrates et phosphates par dosage du carbone, Sharon Ram – RedSea

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Ce calculateur est assocé à l’article Solutions d'(oligo)éléments il permet de

• Calculer les dosages pour réaliser une solution DIY d'(oligo)éléments : le volume de l’élément.
• Calculer le dosage du chélateur, ou des chélateurs, si besoin.
• Déterminer la quantité de solution nécessaire pour complémenter ponctuellement.
• Déterminer la dilution de la solution pour supplémenter régulièrement l'(oligo)élément dans l’aquarium selon son volume, lle volume de dilution, la durée de suppléméntation.
• Déterminer les dosages du’une solution multiélément (cocktail). Répété pour différents élements dans la même condition de dulition, il permet de déterminer la formule du cocktail. Il est essentiel de lire l’article cité en lien pour déterminer les associations possibles.

Afin de pouvoir comparer les consommations/supplémentations de n’importe quel aquarium, l’unité de quantité consommée choisie est ici le microgramme par litre par jour (µg/l/j). Ainsi, du plus petit volume de bac au plus grand, on peut comparer la consommation et la mettre en relation avec la densité et les espèces d’animaux consommateurs, hermatypiques ou pas.

Ce calculateur simplifié s’applique à un seul élément à la fois. Pour traiter plusieurs éléments simultanément consulter le Calculateur Supplémentation, plus adapté.

Calculateur mono-élément

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1. Nettoyage mécanique

Un nettoyeur haute pression fait l’affaire pour éliminer les matières grossières (éponges, algues…) parfois coincées dans les anfractuosités, surtout s’il s’agit de pierres vivantes, usagées, issues d’un ancien aquarium. Pour une petite quantité une brosse métallique en fil inoxydable fait l’affaire, avec ce qu’il faut d’énergie. Le rinçage à l’eau de ville évacuera ce qui est détaché. Il est impératif de sécher les pierres avant de poursuivre.

2 . Traitement à l’eau oxygénée

2.1. Pourquoi l’eau oxygénée ?

Le peroxyde d’hydrogène (H₂O₂), appelé eau oxygénée ou oxygène actif, est un puissant oxydant. Il permet d’oxyder jusqu’au plus profond des pierres à un niveau tel qu’il élimine l’essentiel des matières organiques vivantes ou mortes : algues, éponges, coraux, microfaune, vers, jusqu’aux parasites, champignons, bactéries et virus.

2.2. L’eau oxygénée du commerce

L’eau oxygénée est un précurseur d’explosifs et à ce titre son commerce est règlementé. La loi réserve, sous conditions, les fortes concentrations 35 % (130 vol) aux professionnels. Toutefois les particuliers peuvent l’acquérir diluée à 3 % (10 vol) ou 12 % (40 vol) en conditionnement de 1 à 10 litres, en magasin de bricolage. Les piscinistes proposent également de l’eau oxygénée (oxygène actif), mais bien souvent en combinaison avec des algicides tels que le chlorure d’ammonium quaternaire. Il convient de lire attentivement les étiquettes. Sans conseiller cette formule, j’ai eu l’ocasion de l’utiliser sans constater d’effet indésirable sur l’aquarium, les traitements et les rinçages ayant été respectés.

2.3. Comment traiter à l’eau oxygénée ?

L’eau oxygénée est utilisée ici pour éliminer les matières organiques jusqu’au cœur des pierres, le siège d’une potentielle activité bactérienne. Le traitement se réalise donc par immersion totale des pierres, durant 24 h, dans un récipient plastique (PVC, polyéthylene, polypropylene) rempli d’une solution d’eau oxygénée. Les pierres sont préalablement séchées afin d’assurer la pénétration de la solution. Le traitement se poursuit par un simple rinçage afin d’éliminer les matières dégradées.

Rappelons que l’eau oxygénée peut brûler la peau et qu’il convient de se protéger les mains et les yeux. En cas de contact, se rincer immédiatement à l’eau douce et si besoin consulter les urgences.

Traitement à l’eau oxygénée

2.4. Doser l’eau oxygénée

Le peroxyde d’hydrogène manifeste son effet bactéricide à une concentration supérieure à 1 %. Toutefois il n’est pas possible de fixer exactement le volume d’eau oxygénée nécessaire pour décomposer les matières organiques. D’une part parce qu’elles sont de nature très diverses et à des états d’oxydations différents. Ensuite parce qu’une partie de l’oxygène issu de la dismutation de l’eau oxygénée s’évapore sans les oxyder. Le tableau définit un dosage, selon la concentration initiale d’eau oxygénée, pour obtenir une concentration finale légèrement supérieure, de l’ordre de 1,5 % fréquemment utilisée. En utiliser plus ou renouveler le traitement ne présente aucun risque pour l’utilisation des pierres.

Pour ce type de nettoyage la dilution peut se réaliser dans de l’eau de ville.

3. Traitement à l’acide chlorhydrique

3.1. Pourquoi traiter à l’acide ?

Utilisé ici pour décaper la surface des pierres, l’acide chlorhydrique (HCl) permet d’éliminer les concrétions (corallines, coquilles de bivalves, tube de vers…). Il désobstrue aussi les porosités superficielles, augmentant ainsi la surface de colonisation bactérienne, le gain d’oxygénation améliorant le cycle de l’azote.
Par ailleurs, et c’est l’objectif principal, cet acide dissout les précipités qui ont pu s’accumuler à la surface (phosphate de calcium, phosphate ferrique…). En effet, l’article Phosphore, phosphates, précise que la dissolution du phosphate de calcium (hydroxyapatite) dans l’aquarium a une faible probabilité de se réaliser, il s’accumule donc au fil des ans.

3.2. L’acide chlorhydrique du commerce

L’acide chlorhydrique se commercialise généralement dilué à 23 %, disponible dans toutes les drogueries et magasins de bricolage dans des conditionnnements de un à dix litres voire plus.

3.3. Comment traiter à l’acide chlorhydrique ?

Le calcaire se dissous très facilement en présence d’acide, c’est le principe du réacteur à calcaire. L’acide chlorhydrique en solution réagit avec les pierres calcaires selon la réaction :

CaCO₃ + 2HCl → CO₂ (gazeux) + H₂O + CaCl₂

Il reste donc du chlorure de calcium qui ne présente aucun risque toxique ni risque d’accumulation. Le phosphate de calcium est moins soluble, idéalement il nécessite d’acidifier vers pH 3. Le traitement peut être renouvelé si besoin. Il n’en est pas de même avec l’eau de javel, parfois citée, qui rallongerait le délai de cyclage bactérien.

Durant les 24 h de traitement, le brassage du bain permet d’assurer une bonne répartition de la solution et le renouvellement des sites réactifs d’acide à la surface des pierres. Procéder à un rinçage poussé à l’eau de ville pour éliminer les résidus.

Comme tout acide fort, HCl est agressif. S’équiper de gants, lunettes pour éviter tout contact avec la peau, les yeux. Ne pas inhaler les vapeurs. Procéder dans un endroit aéré ou ventilé. La dilution avec l’eau provoque une réaction exothermique. Il convient d’introduire l’acide concentré dans l’eau, par petites quantités et en agitant. Ne jamais verser l’eau dans l’acide.

3.4. Doser l’acide chlorhydrique

Un volume d’acide chlorhydrique ne peut dissoudre qu’une certaine quantité de calcaire, il devient inactif au delà. La quantité d’acide nécessaire dépend donc de la nature du substrat, de l’épaisseur de la couche à éliminer et de la quantité de pierres, ou plutôt de leur surface. A titre indicatif, l’acide chlorhydrique 23 % dilué peut dissoudre 5 g de calcaire à pH 3 ; 50 g à pH 2 et 500 g à pH 1. L’objectif étant de n’éliminer qu’une couche superficielle, on vise pH 3 selon le tableau qui suit. Il n’y a pas de risque à renouveler ce traitement autant de fois que nécessaire jusqu’à obtenir un taux de phosphate acceptable.

4. Mesurer les phosphates issus des pierres

Un test PO4 permet de vérifier avec une certaine approximation l’efficacité du traitement. Pour ce :

1. Egoutter ou sécher les pierres du test.
2. Introduire un taux de pierres correspondant à celui du bac, par exemple 120 grammes de pierres mortes par litre d’eau.
3. Compléter avec de l’eau de mer fraichement préparée. Dans notre exemple, jusqu’à 1 litre d’eau de mer fraichement préparée, exempte de phosphates. Le test eau de mer pourrait être faussé si on utilise de l’eau osmosée.
4. Agiter fortement une dizaine de secondes
5. Laisser reposer environ une heure
6. Mesurer les phosphates. Ne pas s’attendre à obtenir zéro phosphate.
   • Moins de 0.10 mg/l : c’est génial, l’expérience montre qu’il est difficile de descendre en dessous de ce seuil.
   • Moins de 0.20  mg/l : il reste peut être quelques résidus de phosphates organiques. Ne jetez pas vos pierres. Lors du cyclage du bac, l’activité bactérienne aura tôt fait de les réduire à très faible niveau, inférieur à 0,05 mg/l.
   • Plus de 0,20 mg/l : renouveler le test ou le nettoyage des pierres, par acquis de conscience. En sachant que les bactéries solubilisatrices de phosphates peuvent faire un très ros travail, un très gros travail.

5. Synthèse

Est-il préférable de tremper les pierres dans l’eau oxygénée avant le bain d’acide, ou l’inverse ? Il existe des arguments pour les deux options sans qu’il se dégage un réel avantage.

Pour résumer :

1. Nettoyer et rincer : selon l’état de saleté, au laveur haute pression ou à la brosse métallique.
2. Sécher complètement : au soleil, au four.
3. Préparer le bain d’eau oxygénée : 1 litre  d’eau oxygénée à 12% dans 10 litres d’eau de ville dans un récipient propre en plastique.
4. Immerger les pierre sèches: apparition de mousse, des particules se détachent durant environ 24 h.
5. Rincer : légèrement à l’eau douce pour évacuer les dépôts.
6. Préparer le bain d’acide chlorhydrique : 240 ml HCl à 23 % pour 25 L d’eau de ville..  
7. Immerger les pierres dan l’acide chlorhydrique :  couvrir le bac, brasser avec une pompe durant 24 h. De la mousse se forme.  
8. Rincer  : siphonner le jus puis rincer longuement à l’eau du robinet.
9. Mesurer l’efficacité : au test PO4.
10. Renouveler le traitement acide : si besoin.

Laisser sécher les pierres permet de construire le décor de l’aquarium à sec. Idéalement on peut stocker les pierres mortes dans un récipient modérément éclairé et ensemencer en bactéries afin qu’elles se colonisent avant de rejoindre le grand bain. Mais le démarrage d’un bac avec des pierres mortes est un sujet qui mérite à lui seul d’être développé…

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1. Electroconductivité (EC) de l’eau de mer

1.1. Ce qu’est la conductivité

La conductivité électrique, ou électroconductivité (EC) de l’eau est son aptitude à laisser passer le courant électrique. Elle mesure le mouvement des charges électriques qu’elle contient : les électrons, peu liés à leurs atomes, chargés d’ions positifs et négatifs. La migration des ions est d’autant plus facile que les charges sont libres, c’est le cas des solutions, et la conductivité est d’autant plus importante que l’eau est chargée de composants conducteurs comme les sels.

Elle augmente avec la température ce qui impose une compensation pour évaluer la valeur à la température dite normale de 25 °C.

1.1. Conductivité des eaux de mer et douce

La conductivité dépend de la concentration et des propriétés électrochimiques des substances dissoutes. Elle donne une bonne indication du degré de minéralisation de l’eau. Les sels minéraux sont de bons conducteurs, ce n’est pas le cas des matières organiques. Elle n’est donc pas significative pour des eaux usées, polluées mais reflète bien la teneur globale en sels de l’eau de mer, environ 3,5 % pour les eaux de l’océan indopacifique Elle permet tout autant de mesurer la salinité d’un aquarium et la pureté d’une eau osmosée.

1.2. Mesure de la conductivité

La conductivité est déduite de son inverse : la résistivité. Un circuit électrique délivre une tension V et un courant I appliqué entre deux électrodes métalliques pour en calculer la résistance R suivant la loi d’Ohm R = V/I, puis la conductance, inverse de la résistance. La conductivité représente la conductance d’une colonne d’eau comprise entre des électrodes de surface 1 m², séparées l’une de l’autre de 1 cm. Dans le traitement de l’eau on l’exprime en microsiemens par cm (µS/cm ou µS.cm^-1).

La conductivité dépend fortement de la température. Quand elle augmente, la viscosité de l’eau diminue, facilitant la mobilité des ions, cela même à concentration d’ions constante. A fin de comparaison, les valeurs définissent toujours par rapport à une température de référence généralement 25 °C, parfois 20 °C

1.3. Relation entre salinité et conductivité

La salinité de l’eau de mer provient de ses composants : sels et minéraux, parmi lesquels des cations : sodium (Na+), magnésium (Mg²⁺), calcium (Ca²⁺), potassium (K⁺), et des anions : chlorures (Cl^–), sulfates (SO₄^2-), hydrogénocarbonates (HCO₃^–)… soit environ 3.5 % qui représente la salinité S=35. Ces ions constituant l’essentiel de la conductivité de l’eau, la relation avec la salinité est logique, et linéaire comme le montre la figure 1.

Le calcul utilise le facteur K, rapport entre la conductivité mesurée et la conductivité d’une solution de chlorure de potassium (KCl) à 32,4356 g/kg, à 15 °C et pression atmosphérique. Une valeur de K égale à 1 correspond par définition à une salinité pratique égale à 35. 

La salinité pratique (S) est déduite de K selon la formule : 

Rappelons que cette formule vaut pour des eaux non trop polluées par des éléments organiques. Le résultat ne serait alors pas représentatif de la salinité. Cette situation nécessiterait une analyse chimique de l’extrait sec.

1.4. Objectifs de conductivité

Le tableau 2 définit les conductivités attendues selon les situations.

1.4.1. Conductivité de l’eau récifale

La composition des sels est demeurée inchangée depuis plus de 1.5 milliard d’années et s’avère la même pour toutes les mers de la planète. Mesurer un élément permet donc d’en déduire les autres. Pour autant la conductivité permet-elle de garantir la composition de l’eau d’un aquarium ? Non, bien évidemment, notre microcosme subit des dérives indétectables avec cet instrument. Il permet une évaluation totale, sans discernement, ce qui est déjà très bien pour les métabolismes des habitants de l’aquarium et leur bien-être.

Le tableau 3 définit les objectifs de conductivité selon la salinité souhaitée dans des conditions tropicales : température 25 °C et pression atmosphérique.

Les poissons supportent des conductivités importantes, jusqu’à 300 mS/cm, les effets indésirables apparaissant vers 500 mS/cm. En aquarium récifal, les poissons ne devraient jamais être inquiétés. Les invertébrés dont les coraux sont plus sensibles aux variations de salinité d’où la plage conseillée au tableau 2.

1.4.2. Conductivité de l’eau osmosée

Le conductimètre permet de s’assurer de la présence de polluants, c’est un bon indicateur de la qualité de l’eau et surtout de la dérive des éléments du traitement amont de l’eau, notamment la membrane de l’osmoseur et de la résine dé ionisante. Il est adapté au besoin des aquariophiles récifalistes qui recherchent une eau pure dans les limites des performances de l’osmoseur qui laisse passer de 2 à 5 % de polluants.

2. Conductimètre

3.1. L’appareil de mesure

Pour l’essentiel, une cellule de mesure de conductivité est constituée d’une paire d’électrodes, les pôles, entre lesquelles une tension est appliquée. Le conductimètre mesure le courant circulant et calcule la conductivité. Un courant continu appliqué aux électrodes, les ions positifs (cations) migrent vers l’électrode négative (cathode). Parallèlement, les ions chargés négatifs (anions) se déplacent en sens inverse vers l’électrode positive (anode). Delà conduit à une électrolyse : accumulation d’ions à proximité de la surface de l’électrode et à des réactions chimiques qui influent sur la composition de la solution et par conséquent aussi sur la conductivité. Ces réactions d’électrolyse indésirables sont en grande partie éliminées par l’utilisation d’un courant alternatif.

La conductivité dépendant de la température, un conductimètre dispose d’une seconde sonde de température associée à celle de conductivité. L’appareil mesure la conductivité à la température puis la convertit pour fournir la valeur à la température de référence, en général 20 °C ou 25 °C.

Un conductimètre
adapté à l’eau de mer doit couvrir une plage jusqu’à
60 mS/cm. Le conductimètre prévu pour l’eau douce ou l’eau osmosée
sera plus sensible et mesurera jusqu’à 2000 µS/cm. De nombreux conductimètres couvrent de larges plages de mesures avec les compensation de température et du facteur k. Ils sont en mesure de délivrer par le calcul la salinité et, dans une certaine plage, le TDS.

L’exactitude est de d’orle de ± 2 % pour les modèles portatifs à ± 0.5 % pour les modèles plus élaborés et de laboratoire. Le conductimetre Tunze pour aquariophilie mesure à ± 0,1 µS/cm. Le domaine d’application se situe entre quelques µS/cm et 500 000  µS/cm.

Ainsi expliqué, tout parait simple. Pour autant, la correction de température constitue un défi dans l’eau pure pour des raisons techniques et chimiques. Le conductimètre embarque une électronique sophistiquée qui en explique le coût.

3.2. Mesures de conductivité

Précautions d’utilisation :

• Lors de la première utilisation (ou après un stockage prolongé), tremper la sonde dans l’eau à mesurer durant environ 5 heures puis la rincer à l’eau distillée. Essuyer avec un chiffon doux.
• Immerger l’électrode à moitié, câble et raccordements sans contact avec l’eau.
• Ne pas le plier le câble ni l’utiliser pour le maintien de l’électrode.
• Si possible, monter l’électrode en un endroit sombre.
• Prévoir une espace de 2 à 3 cm entre la sonde et les parois alentour.
• En même temps que les composés solides et liquides, des gaz se dissolvent dans l’échantillon pour former des ions ayant une incidence sur le résultat. Par exemple le dioxyde de carbone (CO₂) de l’air ambiant dissous forme de l’acide carbonique (H₂CO₃) qui se dissocie en hydrogénocarbonate (HCO₃^2-) puis en carbonate (CO₂^–). Le dioxyde de carbone peut augmenter la mesure de la conductivité d’environ 1 µS/cm.
• De même une petite bulle d’air adhérant à la surface de l’électrode augmente la résistance de l’échantillon à l’intérieur de la cellule et abaisse la mesure de conductivité. Avant chaque mesure (et chaque étalonnage), il convient d’éliminer les bulles en tapotant sur le capteur pour les chasser.
• Des solides non dissous ou précipitant lentement peuvent former une couche sur les électrodes de la cellule de conductivité. Celle-ci peut fausser la réponse de la cellule et entraîner des mesures erronées. C’est aussi le cas lors du bio encrassement de d’une sonde longtemps immergée. Un nettoyage approprié évite ce genre de problème
• La mesure peut dériver dans les solutions stagnantes. En cas de forte conductivité il est préférable de mesurer dans un récipient sous légère agitation. Pour une faible conductivité telle que celle de l’eau osmosée, une agitation peut accroître l’exposition à l’air et la contamination par le CO₂.

3.3. Entretien de l’électrode

Il y a toujours accumulation d’algues et de dépôts minéraux ou recouvrant les électrodes, qui diminuent la mobilité des ions et perturbent considérablement les mesures.

• Rincer l’électrode à l’eau déionisée après chaque mesure dans de l’eau.
• Nettoyer une sonde immergée tous les 3 mois.
• Éliminer délicatement les incrustations entre les électrodes à l’aide d’un coton-tige imbibé de détergent puis rincer.
• Ne jamais nettoyer une sonde sale  mécaniquement entre les électrodes.
• Nettoyer en laissant tremper dans une solution de nettoyage durant 10 min. puis rincer   .
• Essuyer à l’aide d’un chiffon très doux.
• Conserver sans précaution particulière. Bien entretenue, sans détérioration des capteurs, une électrode a une durée de vie sans limite.

3.4. Etalonnage du conductimètre

Comme tout matériel de mesure le conductimètre n’échappe pas à un étalonnage avant la première utilisation et régulièrement ensuite. L’étalonnage, ne peut se réaliser que sur une sonde parfaitement
propre, en suivant les précédentes consignes
L’étalonnage nécessite des solutions étalon adaptées à l’utilisation (à base de chlorure de potassium) : 200 mS/cm pour l’eau de mer, 200 à 600 µS/cm pour une eau douce et 50 à 100  µS/cm pour une eau osmosée. Le commerce aquriophile propose malheureusement rarement des solutions étalon pour l’eau osmosée. La VPC asiatique propose cependant une solution étalon EC 84 µS/cm à 25°C qui répond à notre besoin.

Mode opératoire :

• Conservez les flacons d’étalons bouchés à l’abri des rayons solaires.
• Une solution étalon peut être utilisée 1 à 3 fois suivant l’état de propreté de l’électrode. Les solutions sont très sensibles à la contamination et se dégradant d’autant plus que leur valeur est faible.
• Rincer le récipient plusieurs fois à l’eau osmosée, déionisée. Secouer pour faire tomber les gouttelettes résiduelles.
• Rincer le capteur et le récipient avec une petite quantité de la solution étalon qu’il faut ensuite jeter
• Immerger la sonde dans la solution.
• Éliminer toutes les bulles d’air en tapotant sur l’électrode ou en l’agitant
• Après 3 minutes, sans agitation pour une mesure d’eau osmosée, procéder à l’ajustement de la vis de réglage, suivant le manuel d’utilisation.
• Suivre si besoin, dans ce manuel, les préconisations pour l’ajustement de la constante du capteur.
• Éliminer la solution usagée.
• Rincer capteur et récipient comme précédemment.

En savoir plus

• IES80 : équation d’état de l’eau de mer
• Algorithms for computation of fundamental properties of seawater UNESCO Technical paper in marine science
• Guide des mesures de conductivité Théorie et pratique sur la conductivité,

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Généralités sur le strontium

Pour plus d’informations vous pourriez lire l’article Strontium.

Mode d’emploi du calculateur

Ce Calculateur Strontium permet de réaliser des apports maîtrisés avec une solution de chlorure de strontium hexahydrate SrCl₂, 6H₂O. disponible en pharmacie ou chez certains commerçants pour l’aquariophilie (Tridacna…).

Préparation de la solution strontium

1. Préciser le volume de la solution et la concentration souhaitée (en général 5 à 10 %). Attention, la concentration dont il est question ici n’est pas le taux de la molécule de strontium hexahydrate mais le taux de l’élément strontium Sr, c’est à dire ce qui nous intéresse.
2. Diluer le poids de chlorure de strontium dans le volume souhaité. Le produit est facilement soluble. Manipuler avec gants et lunettes.

Complémenter ponctuellement en strontium.

1. Mesurer le taux de Sr, en déduire le besoin du bac en Sr.
2. Déterminer le besoin en solution Sr pour la mise à niveau souhaitée.
3. Préparer la solution strontium en quantité suffisante selon le chapitre qui suit.
4. Verser la quantité de solution déterminée, répartie sur la durée précisée, dans un bac annexe (cuve technique) afin de se disperser sans incommoder les invertébrés.

Supplémenter régulièrement en strontium

1. Mesurer le taux de l’aquarim par nalyse ICP.
2. Estimer la consommation de l’aquarium
   • Par deux analyse ICP.
   • Par mesure de la consommation KH (voir l’article Strontium), en estimant que la consommation en strontium est proportionnelle. C’est une méthode approximative réservée à un dépannage, pouvant conduire à une dérive.
3. Préparer la solution strontium en quantité suffisante.
4. La préparation peut être combinée avec d’autres éléments compatibles de supplémentation (calcium, magnésium…).

Calculateur strontium

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