Cet article vise à présenter les principes de la mesure du pH en aquariophilie, le fonctionnement des pH-mètres, le rôle et les limites des sondes pH, ainsi que les principales sources d’erreurs et d’instabilité.

1. Principe généraux

1.1. Le pH

Le pH (potentiel hydrogène) est l’expression chiffrée de l’activité des ions hydrogène déterminant le caractère acide (ou son opposée : basique) d’une solution aqueuse. Il est défini comme :

𝑝𝐻 = − log₁₀[𝐻+]

où H+ est la concentration en ions hydrogène (plus précisément en ions hydronium 𝐻3𝑂+). Interprétation :

• pH = 7 → neutre
• pH < 7 → acide (forte concentration en 𝐻+)
• pH > 7 → basique (faible concentration en 𝐻+)

L’échelle est logarithmique, c’est à dire que pour 1 unité pH la concentration en 𝐻+ varie 10 fois plus. La précision s’impose !

1.2. La mesure : ion H+ → mV → pH

La mesure utilise un capteur : la sonde pH, organe essentiel comportant à sa base un bulbe en verre de structure amorphe, hydratable. Au contact de l’eau, il se forme à sa surface une couche hydratée, un gel de silice d’épaisseur 10 à 100 nm permettant les échanges des cations alcalins du verre (Na⁺, Li⁺) avec des ions H⁺ (ou H₃O⁺) de la solution.

Contrairement aux idées reçues, ce verre n’est pas poreux. Les échanges ne sont que ioniques, générant une différence de potentiel à double sens entre l’intérieur du bulbe (une solution interne à pH connu) et l’extérieur (l’eau de l’aquarium). Quand la solution est alcaline, les ions H+ diffusent hors de la couche et une charge négative s’établit sur la face externe de la membrane. A contrario quand la solution est acide, le phénomène s’inverse, les ions H+ diffusent dans la couche et une charge positive se forme sur la face externe de la membrane.

La sonde est donc une pile électrochimique qui transforme une activité ionique (H⁺) en une différence de potentiel électrique (mV) proportionnelle au pH de la solution. Les potentiels sont captés par deux électrodes : l’électrode de mesure (potentiel variable) et l’électrode de référence (potentiel stable ≈ pH 7). La tension électrique suit une relation linéaire avec le pH, dont la pente dépend de la température, selon l’équation de Nernst soit ≈ 59,16 mV par unité de pH à 25 °C.

2. Systèmes de mesure du pH

Contrairement aux tests colorimétriques, la mesure du pH repose sur deux éléments indissociables : l’électronique de mesure (pH mètre, régulateur pH) et le capteur (sonde pH).

La mesure du pH est complexe et peut atteindre un niveau extrême de précision laboratoire. Cet article se limite aux besoins plus modestes de l’aquariophilie.

2.1 Mesure et régulation du pH

2.1.1. Mesurer le pH

Le pH-mètre

Le pH-mètre mesure la tension (≈ 400 mV) aux bornes des électrodes de très haute impédance (10⁷ à 10⁹ Ω), l’amplifie sans pertes, convertit le signal analogique en numérique, compense la température et les dérives d’étalonnage, réduit les bruits électroniques parasites pour afficher la valeur du pH, le tout dans une atmosphère saline et à proximité d’autres équipements électriques perturbateurs (ozoniseur…). Autant dire qu’un pH-mètre est un organe de haute qualité électronique, sensible à son environnement. Sa précision est au niveau de son coût.

L’aquariophile exploite plusieurs types d’équipements :

• Stylo pH (pen-type) : l’électrode intégrée au boitier de mesure n’est pas toujours remplaçable. Ce sont des modèles économiques, pratiques pour mesurer ponctuellement et rapidement l’eau de plusieurs aquariums, un changement d’eau, l’impact d’une intervention… Leur précision est moyenne : ± 0,1 à ± 0,2 pH. Ils sont étalonnables en 1 point, parfois 2 points. Certains stylo pouvant détecter automatiquement la valeur de la solution d’étalonnage. Du fait des nombreuses manipulations le bulbe s’assèche fréquemment à l’air libre, générant des dérives et une usure prématurée. Ce qui impose des calibrations fréquentes. Leur stabilité moyenne les exclut de l’aquariophilie récifale.
• Boitier de mesure pH : son coût est très variable selon la précision et la fiabilité attendues.
  • Boitier portable : permet des mesures ponctuelles avec une meilleure précision que les stylos. Suffisant pour usage courant à condition d’être bien entretenu. Cependant il ne permet pas de mesure continue en temps réel.
  • Boitier fixe : l’équipement dédié à un poste fixe permet des mesures sans inerties, représentatives du milieu. Utilisés en continu 24/7 dans une ambiance humide et parfois saline, ils nécessitent une excellente qualité électronique et une alimentation secteur. L’immersion constante de la sonde l’expose au contact de l’eau de mer agressive, voire très agressive dans un réacteur à calcaire ou au contact de lait de chaux.
• pH-mètre de paillasse : destiné à être posé sur une table de laboratoire, ce n’est pas un type utilisé dans notre hobby.

Compensation de la température

Le signal de la sonde évolue selon la température. La compensation automatique de la température (ATC) a pour effet de corriger par le calcul, la pente théorique Nernstienne de l’électrode. En aquariophilie certains testeurs portables, disposent de l’ATC avec un capteur de température indépendant ou intégré dans la sonde. D’autres équipements se basent sur une température fixe (25 °C). Ce n’est pas un réel inconvénient quand la température réelle ne diffère pas de plus de 10 °C et si l’on accepte une erreur de mesure ≈ 0,05 pH.

Modèles de pH-mètres

2.1.2. Réguler par le pH

Le régulateur de pH

Un système asservi au pH utilise un régulateur de pH (contrôleur pH). Ce dernier automatise la régulation, prenant en compte rapidement les dérives liées aux impacts externes sur le pH (pression de gaz, température, vitesse de dissolution de calcaire…) réduisant ainsi le risque de dérive de fonctionnement. Le coût plus élevé se justifie par la fiabilité nécessaire au pilotage de fonctions parfois critiques.
La régulation est cependant binaire avec une certaine inertie. Elle oscille donc dans une certaine plage (ex. pH interne d’un RAC). La sensibilité et la fiabilité de l’équipement conditionnent alors l’étendue des dérives. Des modèles plus élaborés proposent des options telles que l’enregistrement des mesures, des alertes, le paramétrage et le suivi via Wifi…).

Le régulateur de pH associe plusieurs éléments :

• La mesure du pH : un pH-mètre et sa sonde externe décrits ci-dessus.
• La régulation du pH : le dépassement d’une valeur de pH (consigne) commande un organe (électrovanne, pompe doseuse, ventilation…). C’est le cas de la régulation des injections de CO₂ pour la croissance des plantes d’eau douce, celle de CO2 dans un réacteur à calcaire ou au contact d’eau de chaux pour la supplémentation en carbonates et calcium d’un aquarium récifal.
  Des ordinateurs de gestion d’aquarium intégrant mesure et régulation peuvent accomplir la mission : Apex neptune, GHL – ProfiLux.
• Câble de connexion à l’organe commandé (EV, pompe…) dont la tension de fonctionnement et la broche correspondent aux spécifications du fabricant.
• Alimentation en courant : indispensable puisque ces appareils mesurent et pilotent automatiquement en continu selon le pH.

Modèles de régulateurs de pH

Choix d’un mesureur ou régulateur de pH

L’équipement doit répondre à des critères selon l’utilisation envisagée (tableau 1) : qualité électronique ; exactitude ; résolution de l’affichage ; fiabilité dans une ambiance parfois saline, déclenchement haut ou bas pH, réglage de l’hystérésis (déclenchement au-delà de la consigne).

2.1.3. Exactitude et résolution du pH-mètre

Ces deux caractéristiques ont parfois les mêmes valeurs mais pas la même importance.

• Résolution : il ne s’agit que des décimales affichées. Une résolution 0,01 pH affiche deux chiffres après la virgule. Se méfier d’une notice annonçant une résolution 0,01 pH qui oublierait de signaler une exactitude 0,1 pH.
• Exactitude (E) : parfois injustement nommée précision, elle s’exprime par l’incertitude de mesure ou erreur maximale tolérée (EMT). Par exemple pour une EMT ± 0,02 pH, la valeur lue étant 8,00, la valeur réelle se situe entre 7.98 et 8.02 pH.
  L’exactitude s’exprime parfois par EMT ± (A + B%), A étant une erreur fixe (liée à l’offset, au bruit, à la résolution…) et B une erreur (liée au gain, à l’amplification). Cette dernière est fréquemment un nombre de digit (dernier chiffre affiché) ou parfois proportionnelle, soit à la valeur lue, soit à la pleine échelle pleine (full scale FS). Par exemple, pour un pH-mètre dont la résolution est 0,02 pH :
  – Digit : 8,20 ± (0,1 pH + 2 digit) = 8,20 ± (0,10 + 2 x 0,02) = 8,20 ± (0,10 + 0,04) = 8,20 ± 0,14, soit 8,06 à 8,34 pH
  – Valeur %: 8,20 ± (0,1 pH + 1 % ) = 8,20 ± (0,1 + 0,082) = 8,20 ± 0,182 soit 8,02 à 8,38 pH

  Noter que l’exactitude est la combinaison de la justesse (proximité des valeurs mesurées et vraies) et de la fidélité (dispersion des valeurs mesurées). Cette dernière dépend de la répétabilité (même opérateur, appareil, conditions, court intervalle) et de la reproductibilité (opérateur, jour… différents), elle peut être grandement affectée par une évolution des conditions de mesure dans l’aquarium (usure, courant, parasitages…). D’où l’importance de procéder à des étalonnages réguliers et crédibles comme on va le voir.

2.2. La sonde de mesure pH

2.2.1 Caractéristiques de la sonde pH

La sonde pH est un capteur électrochimique extrêmement sensible dont la fiabilité dépend étroitement de sa qualité, de son entretien, de l’environnement électrique, électronique et chimique de l’aquarium où coexistent pompes, chauffages, éclairages et autres capteurs immergés. Les mesures peuvent devenir instables, bruitées ou trompeuses si certaines précautions ne sont pas respectées. C’est l’organe essentiel qui conditionne la fiabilité de la mesure à sa source : le pH-mètre le plus précis n’exploitera pas ses excellentes caractéristiques avec une sonde de mauvaise qualité.

Concrètement, sa qualité dépend principalement des critères :

• Stabilité électrochimique : capacité des électrodes à maintenir un potentiel stable dans le temps, sans recalibrages intempestifs. Elle dépend de la qualité du verre, des électrodes, de l’électrolyte de référence, de la jonction.
• Cinétique de réponse : c’est la vitesse à laquelle la sonde atteint sa valeur stable après un changement de pH. Elle dépend des matériaux choisis pour les électrolytes. Une sonde standard d’aquarium atteint 95 % de la valeur finale en 20 à 40 secondes et stable en moins de 2 minutes, 95 % en 10 à 20 s pour des sondes performantes. Une sonde dégradée se manifeste par une réponse lente, au-delà de 60 secondes elle est probablement hors service.
• Résistance au colmatage : on évoque ici l’usure des jonctions liée au choix des matériaux, leur environnement et à la maintenance de la sonde.

2.2.2. Éléments de la sonde pH

La sonde pH, en verre ou en matériau composite, combine aujourd’hui deux électrodes (sonde combinée), l’une pour la mesure et l’autre comme référence de mesure, toutes deux baignant dans un électrolyte adapté au milieu. L’ensemble comporte plusieurs éléments (schéma) :

• Compartiment de mesure : il contient l’électrode de mesure en argent/chlorure d’argent Ag/AgCl baignant dans une solution tamponnée avec HCl, à pH acide constant. Son rôle est de générer un potentiel électrochimique. Á sa base le bulbe en verre spécial alcalino-silicaté constitue une membrane sélective formant une barrière au liquide à mesurer mais laissant passer ses ions H⁺. Il n’est pas conducteur à sec, une sonde sèche ne mesure pas. En présence d’eau, une couche hydratée gélifiée de quelques dizaines de nanomètres se forme à la surface dans laquelle l’échange ionique est possible.
• Compartiment de référence : une électrode Ag/AgCl baigne dans un électrolyte, en général du chlorure de potassium KCl saturé en AgCl, assurant un potentiel de référence stable. Cet électrolyte se présente sous forme liquide, parfois rechargeable, stable et durable, ou sous forme de gel à durée de vie plus courte mais sans maintenance particulière.
• Compartiment intermédiaire : cette zone tampon isole les deux compartiments précédents des milieux agressifs afin de protéger la référence interne en limitant la diffusion des contaminants tout en maintenant une continuité ionique. On parle alors de sonde à double jonctions. Il ne contient qu’un électrolyte, parfois différent de celui du compartiment de référence.
• Jonctions : les compartiments communiquent entre eux par une interface, la jonction, qui assure le contact ionique entre l’électrolyte interne et le milieu extérieur.
  • Jonction extérieure : c’est un élément critique qui s’use, se colmate et conditionne la durée de vie de la sonde. En aquarium les particules fines, les précipités (CaCO₃), les biofilms bactériens, les matières organiques peuvent obstruer la jonction. Ce colmatage est source de bruits de mesure, d’une augmentation de l’erreur de mesure et du temps de réponse. Généralement en matériau céramique, en milieu industriel agressif la jonction peut être en PTFE ou en élastomère, plus résistante au colmatage, voire sans jonction avec un orifice.
  • Jonction interne : une jonction supplémentaire se situe à l’interface des compartiments intermédiaire et de référence. La sonde double jonction est conseillée en milieu agressif et très ionique, chargé en fines de calcium de carbonates et en CO₂ tel que dans un réacteur à calcaire ou en présence d’eau de chaux.
• Connexion au contrôleur pH, en général avec une prise BNC
• Câble de longueur adaptée, en général 1,5 m, 3 m, voire plus. Une attention particulière doit se porter sur l’étanchéité entre fil et capuchon de la sonde, parfois source d’infiltration d’eau.
• Capteur de température : certaines sondes dites 3-en-1 intègrent un capteur de température pour compenser le calcul dans les situations de variations importantes.

2.2.3. Utilisation de la sonde pH

La sondes pH est un dispositif sensible dont la durée de vie en aquariophilie est limitée à environ 12 mois au-delà desquels le temps de réponse devient lent, le signal incohérent. Toute électrode vieillit en raison de la chimie du verre, même lorsqu’elle n’est pas utilisée. Des résidus sur la membrane en verre ou des réactions du système de référence peuvent simplement perturber les échanges.

Quelques précautions d’emploi permettent de doubler la durée de vie :

Manipulations

• Avant la première utilisation, immerger 8 heures dans solution de conservation (KCl à 3 mol/L).
• A l’achat Éviter les chocs mécaniques et thermiques.
• Ne jamais essuyer le bulbe avec un papier qui pourrait rayer et endommager la membrane en retirant la couche de gel et en créant une charge électrostatique source de dysfonctionnements.
• Eviter la contamination : nettoyage et rinçages périodiques avec un solvant approprié.

Mesures dans l’eau à tester

• Rincer rapidement la sonde à l’eau pure : distillée, déminéralisée, déionisée.
• Immerger la sonde (bulbe et jonction extérieure) dans un becher rempli d’eau à tester.
• Remuer doucement, sans agiter.
• Laisser le temps à la sonde de se stabiliser 1 à 3 minutes selon l’usure, avant lecture.
• Rincer entre deux mesures dans des liquides différents.

Implantation d’une sonde pH fixe

La sonde pH sera ménagée en respectant quelques consignes :

• Fixer à un support d’électrode pour conserver la position et éviter la chute dans l’eau.
• Position verticale, voire légèrement inclinée d’un angle < 45° pour assurer un contact électrolytique optimal
• Non totalement immergée : immerger au minimum jusqu’au niveau indiqué par le fabricant sans noyer le capuchon. En effet, sauf certifiées IP68, le câble scellé dans la résine du capuchon n’est pas conçu pour une immersion totale prolongée. Pour cette raison il est recommandé de placer la sonde dans un compartiment de niveau constant, non submergé en cas d’arrêt de pompe de remontée et hors zones fortement exposées à des projections d’eau saline pouvant s’infiltrer par capilarité entre capuchon et câble.
• Éviter les flux directs tels que rejet de pompe, d’écumeur.
• Eviter les bulles d’air (écumeur).
• Éviter la proximité d’organes électriques chauffages, pompes à coutant alternatif, ozoniseur.
• Espacer les organes électroniques : une sonde redox peut interférer électriquement notamment en eau de mer, si les câbles sont mal blindés et les mesures issues d’appareils différents.
• Positionner la sonde dans un flux constamment renouvelé.
• Éviter les zones de turbulence extrême (entrée de cuve technique, proximité de chicanes…). Privilégier les zones à débit modéré et constant.
• Utilisation continue : les sondes utilisées sont prévues pour une utilisation continue 24/7 avec les régulateurs.

Nettoyage, restauration

Lorsque la jonction ou la membrane en verre semblent contaminées, quand la réponse est lente ou l’étalonnage difficile.

1. Détacher les particules solides qui se déposent sur le bulbe en agitant légèrement l’électrode dans l’eau.
2. Tremper la sonde (bulbe et jonction) dans une solution de nettoyage durant 15 à 30 mn selon le niveau d’encrassement. La solution de nettoyage d’acide chlorhydrique (HCl) dilué à ≈ 0,1 à 0,5 M, pour dissoudre carbonates, hydroxydes, dépôts minéraux légers, est parfois complétée de pepsine pour éliminer les dépôts protéiques et le biofilm.
   Ne pas tremper de manière prolongée dans la solution acide.
3. Rincer rapidement à l’eau distillée ou osmosée.
4. Après nettoyage, reconditionner la sonde 15 à 30 min dans la solution de conservation (KCl 3 M).
5. Étalonner la sonde après nettoyage. En effet, la solution de nettoyage diffusée dans la jonction peut provoquer des potentiels de diffusion : les ions H⁺, K⁺, Cl⁻ diffusent à des vitesses inégales générant une différence de potentiel électrique non réaliste.

Il est possible de restaurer la couche de gel (10–100 nm) d’un bulbe desséché par une réhydratation de 12 à 24 heures, voire plusieurs jours pour un bulbe séché durant une longue période, dans une solution de stockage standard (KCl 3 mol/L). Etalonner pour vérifier l’efficacité du traitement.

Stockage

La couche hydratée disparaissant, le verre perd sa sensibilité. La réponse devient lente réduisant sa durée de vie. Le défaut peut être irréversible. De simples précautions limitent l’usure :

• Toujours humide : une sonde pH ne doit jamais être à sec, ne serait-ce que quelques minutes.
• Eau douce interdite : ne jamais stocker la sonde dans de l’eau déminéralisée, osmosée, qui provoquerait un lessivage des ions la rendant inopérante.
• Stockage à court terme : entre les mesures ou lorsque l’électrode n’est pas utilisée pendant de courtes périodes, il est préférable de conserver la sonde (bulbe et jonction) dans son récipient contenant la solution de conservation composée de chlorure de potassium (KCl à 3 mol/L). S’assurer de l’immersion totale du bulbe.
• Stockage long terme : quand la couche hydratée se formant sur le bulbe sèche, elle se contracte, les sites Si–OH se réorganisent la réponse devient lente ou erratique. Aussi, la sonde se stocke dans son capuchon protecteur fourni à l’achat, rempli de solution de conservation (KCl à 3 mol/L). Le bulbe et la jonction doivent être immergés. S’assurer de l’étanchéité à la fermeture sous peine d’évaporation de la solution entraînant la formation de cristaux au niveau de la jonction, voire même à l’intérieur de l’électrode. Ainsi la sonde pourra être utilisée immédiatement avec un temps de réponse court.

Sondes pH

Problèmes fréquents, remèdes.

Cet article a mis en avant des problèmes pouvant survenir durant l’utilisation d’un pH-mètre ou régulateur pH. Le tableau 2 répertorie quelques cas et les actions correspondantes.

3. Étalonner le pH-mètre avec sa sonde

3.1. Principes d’étalonnage

Le pH-mètre et la sonde forment un couple indissociable, ainsi l’étalonnage se réalise toujours pour chaque ensemble appareil + sonde. Une nouvelle sonde implique un nouvel étalonnage. L’étalonnage s’effectue environ tous les mois, et plus fréquemment quand la sonde vieillit. Respecter la fréquence est essentiel quand il s’agit de piloter des fonctions critiques de la maintenance (supplémentation en KH et Ca…).

La relation entre le pH et la tension délivrée par la sonde étant linéaire, l’étalonnage s’effectue en deux points qui caractérisent le point zéro de la droite (offset) et sa pente (inclinaison) (figure 1). Les deux solutions tampons d’étalonnage sont choisies en fonction de la précision souhaitée et de la plage de mesure.

1. Etalonnage du point zéro : avec une solution tampon pH 7, l’électrode pH devant alors délivrer une tension de 0 mV. Toujours réaliser l’étalonnage avec le tampon pH7 en premier.
2. Etalonnage de la pente : la seconde solution tampon doit avoir une valeur de pH proche de la valeur de mesure, avec un écart d’au moins 2 pH, soit en général pH 4,01 pour l’eau douce et pH 918 (ou pH 10,01) pour l’eau de mer.

3.2. Solutions tampon

• Certification : En usage aquariophile il n’est pas essentiel d’utiliser des solutions tampon certifiées. Une solution tampon standard devrait avoir une précision de ± 0,02 unités de pH
• Pouvoir tampon : les solutions d’étalonnage couramment utilisées (phosphate monopotassique et disodique, borax ou carbonate de sodium) se distinguent par leur capacité tampon élevée et leur stabilité à long terme. Elles présentent l’avantage de ne pas se laisser facilement contaminer par d’autres liquides. Pour autant toute précaution doit être prise pour éviter les contaminations lors des manipulations croisées.
• Durée de vie : correctement stockée la solution se conserve environ 1 an.
• Utilisation : limiter l’exposition au dioxyde de carbone de l’air, ne pas agiter fortement.

Les valeurs des solutions tampons résultent de mélanges acide/base normalisés NIST. Plus ou moins sensibles à la température, elles sont établies pour une température de référence 25 °C (tableau 3).

3.3. Mode opératoire d’étalonnage

1. Nettoyer la sonde comme expliqué ci-dessus.
2. Rincer rapidement dans de l’eau déminéralisée ou osmosée puis égoutter avant chaque étalonnage.
3. Essuyer la sonde avec un papier absorbant en évitant tout contact avec le bulbe. Ne pas souffler sur le bulbe, ce qui le sècherait.
4. Tremper dans la solution pH 7 de 1 à 3 mn selon la réactivité de la sonde, le temps nécessaire pour que tampon et électrode soient à la même température. Valider la valeur sur le pH-mètre quand elle est stable.
5. Rincer de nouveau et égoutter entre chaque mesure.
6. Tremper dans la solution pH 9 (ou pH 4) de 1 à 3 mn et valider, dans les conditions identiques à pH 7.
7. Réitérer les opérations depuis l’étape 2 jusqu’à ce que le pH-mètre indique des valeurs proches (écart ≈ 0,02 pH) sans besoin de réétalonner. Chaque ajustement corrige une partie de l’erreur jusqu’à obtenir une valeur représentative, crédible.
   • Valeurs correctes après1 à 2 itérations : sonde correcte, la pente réelle est > 95 % de la pente théorique.
   • Nécessité de répéter 3 à 4 itérations : sonde colmatée ou usée (vieillissement du verre, hydratation incomplète, dépôts sur le bulbe. La pente réelle peut être > 90 % de la pente théorique. Retenter un nettoyage plus poussé.
   • Impossibilité de retrouver les valeurs correctes : sonde hors d’usage, pente < 90 % de la pente théorique.

En savoir plus

• The theory and practice of pH applications: a guide to pH measurement Mettler-Toledo GmbH 2023

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1. Concept du géocooling

La géothermie profonde, exploite la chaleur des couches souterraines à grande profondeur (chaleur résiduelle et issue des réactions internes), pour produire de l’énergie. Le géocooling, ou refroidissement géothermique passif, utilise simplement la fraîcheur naturelle des couches superficielles du sol, à faible profondeur, pour abaisser la température d’un local ou d’un fluide. En effet, à l’état naturel le sous-sol conserve une température relativement constante à partir d’une dizaine de mètres, de l’ordre de 10 à 14 °C en Europe occidentale. Elle varie selon les régions et les caractéristiques géologiques locales. Dans une région tempérée, en été on peut espérer une température d’environ 15 °C dès un mètre de profondeur et 16 à 19 °C à 50 cm (figure 1). Ce concept est depuis longtemps utilisé dans les puits canadiens (puit provençal) (figure 2) pour rafraichir l’air ambiant. Il retrouve un intérêt dans la production des pompes à chaleur géothermiques. Dans ce cas la terre préchauffe l’eau. (figure 3).

L’influence de la température extérieure augmente rapidement dans les faibles profondeurs. Dans la pratique on enfouit les installations à une profondeur hors gel : 30 à 50 cm dans le sud de la France, 50 à 80 cm au centre et 80 cm à 1 m dans le nord, voire plus dans les zones montagneuses.

2. Le contexte

2.1. La région

L’aquarium est situé dans le Sud-ouest de la France, à Montauban, en bordure de la grande plaine formée par la Garonne. Une situation géographique à l’abri des influences océaniques directes, avec un sol argileux et sec en été, emmagasinant la chaleur durant la journée. La température estivale atteint des niveaux importants avec quelques épisodes annuels de canicules (température > 30°C, plus de 3 jours, sans rafraichissement nocturne). Le dernier record en 2023 a enregistré à Toulouse une température de 42,4 °C, plusieurs jours, avec un pic nocturne exceptionnel à 34 °C. Chauds les animaux !

2.2. L’aquarium

Il s’agit d’un bac récifal de 1000 litres, abritant une population composée essentiellement de coraux durs (SPS et LPS), d’autres invertébrés variés (anémones, étoiles de mer, ophiures, escargots, holothuries) et quelques poissons tropicaux. Le bac est situé dans une pièce légèrement climatisée, orientée sud-est, proche d’une baie vitrée. La chaleur qui se dégage de la rampe d’éclairage LED de 600 W et des équipements immergés (pompes, écumeur, brassage) entraîne une élévation naturelle de la température ayant déjà dépassé 30 °C en période estivale.

2.3. L’expérience du passé

J’ai maintenu ce type d’aquarium durant 20 ans dans la même région, dans une maison ancienne, fraiche mais mal isolée, avec malheureusement quelques sueurs estivales pour les occupants. L’éclairage HQI aidant, au-delà de 3 jours à plus de 30 °C les coraux montraient des signes de faiblesse. Les bactéries se développaient à vive allure et, avec l’affaiblissement des coraux, les pathogènes prenaient le dessus se traduisant par des nécroses (STN et RTN) à répétitions. Un groupe froid de 650 W assurait (difficilement lors des canicules) la régulation au prix d’un fonctionnement de 15 heures par jour, de début juin à fin septembre, avec son lot d’inconvénients : le bruit, la température dégagée et la douloureuse note d’électricité.

J’ai déjà eu recours à des ventilateurs qui ont vite montré leurs limites. Un premier test de pseudo géothermie avec un tuyau installé dans un vide sanitaire trop tempéré, s’est révélé totalement inefficace avec un gain de 0,2 °C. Insuffisant pour compenser les sources de chaleur.

2.4. Les expérimentations

Fort de ces constats, l’opportunité de la construction de ma nouvelle maison, m’a permis de mieux envisager la géothermie. Cependant, je ne souhaitais pas refroidir directement l’eau de l’aquarium, craignant une action bactérienne au sein du tuyau enterré quelque peu hypoxique. La durée du passage est de l’ordre de 1,5 mn.

Avec l’option d’un échangeur et pour anticiper les besoins, j’ai tenté le calcul du bilan des échanges thermodynamiques : air ambiant / verre, propagation au sein verre, au contact verre / eau, l’inertie dans l’eau du bac, au contact eau / échangeur, dans le tuyau de rafraichissement enterré et contact tuyau / terre, en incluant les apports caloriques des pompes, de l’éclairage… et je me suis perdu. J’ai donc tenté l’expérimentation.

Dans un premier temps, j’ai opté pour un échangeur géothermie/bac, à placer dans la cuve technique. A l’heure où l’on fait la chasse aux microgrammes par litre de métaux dissous, il est difficile de trouver des matériaux suffisamment conducteurs et non oxydants dans l’eau de mer.
J’ai d’abord opté pour un tuyau PET d’adduction d’eau. Mauvais conducteur mais de faible épaisseur… pourquoi pas ? Après modélisation 3D, et quelques pièces imprimées il conservait sa forme en serpentin (figures 4 à 6). Échec, le gain s’est limité à 0,8°C !
J’ai donc tenté le serpentin en métal. Le titane étant trop cher pour un résultat incertain, j’ai opté pour de l’inox. L’inox 304 L (A2) s’oxyde dans l’eau de mer. Pour éviter son contact direct avec l’eau, j’ai réussi à le passer tant bien que mal dans un tuyau souple PVC cristal (figure 7). Le bilan n’a pas été meilleur.

Un récifaliste adepte depuis longtemps de la géothermie a levé mes craintes liées à une action bactérienne. J’ai donc abandonné l’idée de l’échangeur. Tout devenait plus simple et prometteur.

3. Réalisation du refroidissement géothermique

3.1. Enfouissement du circuit

L’enfouissement sous le vide sanitaire durant la construction de la maison a facilité l’opération. Pour autant il suffit de quelques saignées dans le sol sans besoin de creuser large et profond à la pelle mécanique. Cela peut se généraliser à de nombreuses situations.

J’ai profité du week-end précédant le montage du vide sanitaire et le coulage de la dalle pour entamer les saignées (figures 8 et 9). Je souhaitais réaliser deux saignées de profondeur 80 cm déportées l’une à côté de l’autre. La grippe et la fatigue du moment en ont décidé autrement : les deux enroulements du tuyau (50 m de tuyau alimentation PE dia. 32) seront superposés à 50 et 60 cm de profondeur. J’ai espéré que le circuit étant enterré sous le vide sanitaire, il serait moins soumis à la température extérieure.

Les deux bouts sont réservés dans le futur local technique (figure 10).

3.2. Dispositif dans l’aquarium

• Circulation : Des tuyaux PVC souple alimentaire sont emmanchés aux deux extremités du tuyau PE diamètre 32 mm. L’un vers la pompe de circulation 800 l/h de 15W, placée dans le compartiment arrivé en en aval du micron filtre. L’autre vers une canne de reflux à l’opposé de ce même compartiment, vers le débordement.
• Régulation de température : elle est confiée à un régulateur W3230 avec sonde thermistance NTC10K avec câble de 3 mètres. Il commute la prise d’alimentation (figure 11). La sonde en inox semble relativement sensible à l’eau de mer. Je la change dès que le régulateur donne des valeurs incohérentes. Privilégier un modèle tout plastique, ou alors l’isoler, incluse dans un tube fin en plastique contenant de la colle silicone.

3.3. Arrêt, mise en route

Arrêt et mise en route sont finalement plus rapide qu’avec le groupe froid.

Á l’arrêt :

1. Déconnecter le circuit de la cuve technique.
2. Introduire la pompe dans un seau d’eau douce (20 litres) jusqu’à évacuer l’eau de mer.
3. Laisser circuler environ 30 mn en circuit fermé dans un seau d’eau douce contenant un peu d’eau de javel.
4. Laisser le tuyau plein, en l’état pour l’hiver.

Á la remise en route :

• Remplacer le contenu d’eau douce traitée par de l’eau douce du réseau.
• Laisser rincer en circuit fermé 30 mn.
• Injecter de l’eau de mer issue de l’aquarium jusqu’à ce que le densimètre a aiguille indique l’absence d’eau douce.
• Immerger la pompe dans la cuve technique et positionner le rejet en aval de celle-ci.
• La sonde de température est placée entre entrée et sortie de géocooling, de telle sorte que les ajustements de température soient progressifs, sans délai.

3.4. Efficacité

Le système s’avère d’une redoutable efficacité depuis 3 ans de fonctionnement. Il a passé sans encombre les épisodes caniculaires, sans besoin de l’appui du groupe froid conservé en secours éventuel. Par exemple à température extérieure 40 °C (à l’ombre) et température intérieure 28 °C, la température du bac est maintenue à 26 °C avec une température de sortie de géocooling à 19°C, soit un gain de 7 °C. Le tout avec 18 W de consommation, sans bruit, sans surchauffe, sans encombrement… et plus écologiquement si ce n’est ma maigre contribution au réchauffement de la terre. Désolé !

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1. Intérêt du carbone organique

1.1. Objectif

Chaque aquariophile tente de maintenir un environnement stable et propice au développement des coraux et autres organismes. Dans certaines circonstances le niveau élevé des nutriments nitrates NO₃ et phosphates PO₄ déstabilise l’écosystème de l’aquarium. Les algues et cyanobactéries prolifèrent, la croissance des coraux se ralentit, quand les effets ne sont pas plus critiques. L’objectif est donc de réguler le niveau des nitrates NO₃ et phosphates PO₄ selon les espèces hébergées et les objectifs de maintenance.

1.2. Principe d’action

Le principe consiste à introduire une source de carbone organique dissous (COD) dans l’eau de l’aquarium pour stimuler la croissance des bactéries. Ces dernières, vivantes ou mortes, chargées de nutriments accumulés dans leurs cellules, sont ensuite exportées hors du système via l’écumeur ou consommées par d’autres organismes.

1.3. Pourquoi évoquer le carbone ?

Comme tout organisme vivant, les bactéries nécessitent des nutriments assimilés sous forme d’aliments particulaires ou dissous dans l’eau, indispensables pour leur métabolisme, notamment :

1. Carbone (C) : Il constitue la base des molécules (protéines, lipides, ADN…) et joue un rôle comme source d’énergie. Mais son utilisation diffère selon le type de bactérie (hétérotrophe, autotrophe…) et de type de carbone (organique, inorganique).
2. Azote (N) : Essentiel à la synthèse des acides aminés, protéines et des acides nucléiques (ARN/ADN).
3. Phosphore (P) : Indispensable pour les membranes cellulaires (phospholipides) et la production d’énergie (ATP).

1.4. Pourquoi le dosage vise uniquement le carbone ?

Les organismes se sont adaptés à leur environnement marin. Leur métabolisme n’est possible que lorsque ces éléments sont présents, et dans certaines proportions C:N:P. Ce ratio reflète la composition moyenne des biomasses cellulaires et plus ou moins leur assimilation dans un contexte équilibré. C’est à dire que si l’un est en carence, il devient le facteur limitant son métabolisme et son développement. Cet aspect est développé dans l’article C:N:P Redfield est-il aquariophile ?
Pour mémoire, le ratio de Redfield C:N:P établi pour le phytoplancton océanique est 106:16:1 soit un ratio C:N de 66:10. Le ratio évolue selon les espèces. Celui des bactéries hétérotrophes varie dans une plage de 50:10 à 100:10. J’utiliserai un ratio C:N de 75:10 pour les calculs de dosage ultérieurs de sources de carbone.

Contrairement à l’océan, dans un aquarium récifal le carbone dissous est en général plus rapidement déficitaire que l’azote et le phosphore. Son taux devient insuffisant pour assurer la prolifération de la population bactérienne. Il est alors nécessaire d’administrer un dosage quotidien de carbone qui stimulera l’activité bactérienne. Ce faisant, il faudra éviter tout surdosage qui présenterait des risques pour tous les organismes de l’aquarium. Il doit être précis et fiable.

Par ailleurs, les bactéries ont un cycle de vie court, de l’ordre de quelques heures à 24 heures. Si leur population peut rapidement augmenter, à l’inverse elle peut péricliter tout aussi vite entre deux apports. Aussi il est indispensable d’en dispenser régulièrement au cours de la journée.

1.4. Carbone organique et bactéries hétérotrophes

Les deux vont de pair. En effet, les bactéries strictement hétérotrophes que nous souhaitons développer nécessitent des composés organiques. Voyons pourquoi.

1.4.1. Carbone organique et inorganique

Le carbone est dit inorganique quand il n’est pas lié à des atomes d’hydrogène (H). Les composés qui le contiennent sont généralement simples et stables tels que le dioxyde de carbone (CO₂), les bicarbonates (HCO₃^–), les carbonates (CO₃^2-) ou d’autres formes minérales comme le calcaire (CaCO₃).
Dans un organisme vivant une faible quantité de carbone est inorganique. Ce dernier est pauvre en énergie, et nécessite des étapes supplémentaires pour être réduit et intégré dans des molécules organiques.
Dans le cycle de l’azote il intervient principalement pour les bactéries autotrophes comme les bactéries nitrifiantes, qui transforment ammoniaque en nitrite puis en nitrate, ce qui n’est pas notre objectif. Le carbone inorganique ne contribue pas à réduire les nitrates. Certes, il contribue à l’activité des algues et la réduction des nutriments, mais il s’agit d’un autre débat.

Le carbone organique est lié à des atomes d’hydrogène (H), souvent associés à d’autres éléments comme l’oxygène (O), l’azote (N), le soufre (S), ou le phosphore (P), comme les alcools (éthanol, vodka), les glucides (glucose, saccharose…), les acides aminés (glycine…), les acides organiques (acide acétique : vinaigre, formique, citrique…) etc.
Dans un organisme vivant, la majorité du carbone est organique, car il est intégré dans des molécules biologiques telles que les glucides (ex. glucose, glycogène), les lipides (graisses, huiles), les protéines (constituées d’acides aminés) et les acides nucléiques (ADN, ARN).
Les bactéries assimilent plus facilement le carbone organique parce qu’il est directement utilisable comme source d’énergie et de matériau pour leur croissance et leur métabolisme.

Ainsi, pour réduire les nutriments dans l’aquarium, le carbone organique présent et ajouté, agit dans deux processus principaux qui nous intéressent :

1. Biodégradation : Des bactéries (aérobies et anaérobies) prolifèrent et assimilent des nutriments tels que le phosphore (sous forme de phosphate PO₄) et l’azote (sous forme de nitrate NO₃ et d’ammoniac NH₄).
2. Dénitrification : Les bactéries dénitrifiantes (anaérobies facultatives) convertissent les nitrates (NO₃) en azote gazeux (N₂). Elles n’ont cependant pas d’effet sur les PO₄.

1.4.2 Bactéries hétérotrophes

Les bactéries sont hétérotrophes, autotrophes et parfois les deux.

• Bactéries hétérotrophes : un organisme est dit hétérotrophe quand il tire sa matière organique et son énergie de sources externes, d’autres êtres vivants ou de leurs restes. Leurs enzymes spécifiques permettent de casser les liaisons chimiques des molécules (protéines, glucides, lipides…). Les bactéries hétérotrophes sont donc en mesure de biodégrader les substances organiques efficacement, rapidement, et d’assimiler les nutriments. De même pour la dénitrification en milieu anaérobie. Ce sont celles que l’on souhaite développer plus particulièrement ici.
• Bactéries autotrophes : un organisme est dit autotrophe quand il produit sa matière organique. Ces bactéries consomment directement le carbone sous forme inorganique tel que le CO₂. Cependant, bien qu’essentielles pour transformer ammoniac et nitrites en nitrates (nitrification), ce n’est pas ce que nous souhaitons ici. D’autre part, même si certaines espèces peuvent contribuer à la biodégradation et à la dénitrification, elles sont inadaptées et peu efficaces, leur métabolisme plus lent étant très dépendant du carbone inorganique.

1.5. Pourquoi utiliser du carbone dissous ?

Le carbone organique dans un aquarium peut se présenter sous plusieurs formes :

• Formes particulaires (MOP) : Le carbone est intégré aux matières organiques solides, telles que les restes de nourriture ou excréments, qui nécessitent une dégradation préalable par des enzymes ou d’autres micro-organismes.
• Formes dissoutes (MOD) : Le carbone est un composant de molécules organiques solubles (éthanol, glucose…). Les bactéries exploitent plus facilement le carbone organique dissous. Il est directement assimilable.
  Une chance pour nous : la présentation liquide permet un dosage aisé, précis et automatisable. Les sources de carbones ajoutées sont donc sous forme dissoutes (COD).

2. Taux de carbone en aquarium

2.1. Taux de COD optimal en récifal

Au sein des récifs coralliens les taux de COD sont extrêmement faibles de 0,5 à 1 mg/l (5) dans les eaux océaniques et de 5 à >25 mg/l dans les zones polluées par l’activité humaine.

Dans un aquarium récifal, le niveau du COD peut augmenter en présence d’une charge organique élevée (nourriture, déjections…) favorisant la prolifération de biofilms, d’algues ou de cyanobactéries pouvant conduire à une hypoxie… bref, tous les risques que l’on évoquera plus loin. La méthode de maintenance et les équipements de filtration mécanique (filtres divers, changements d’eau), physique (écumeur) et biologique (PV, substrats poreux) sont choisis pour viser un taux de 1 à 3 mg/l suffisant pour maintenir un équilibre biologique sans compromettre la qualité de l’eau. En dessous, la réduction des nitrates et phosphates pourrait être insuffisante.

2.2. Mesurer, évaluer le COD

La mesure directe du COD nécessite un équipement spécifique (titration oxydative, analyseurs automatiques), inaccessible aux aquariophiles amateurs. Le test Triton Labs N-DOC mesure la concentration de carbone organique dissous dans l’eau et permet d’évaluer l’équilibre bactérien dans l’aquarium.

Les classiques test NO₃ et PO₄ préviennent indirectement d’une accumulation de nutriments, c’est à dire des effets potentiels liés à une carence en carbone. Plus globalement ils alertent sur un déséquilibre lié à l’exploitation du COD dans l’aquarium.

2.3. Déceler une déficience du COD

La déficience en carbone organique est en général liée à une dérive du ratio des nutriments C:N:P. L’accumulation de nutriments non consommés induit des déséquilibres biologiques dans l’aquarium, révélés par un excès de nitrates et phosphates. Les tests et l’observation visuelle s’avèrent de bons moyens de déceler une dérive. Nous disposons de quelques bioindicateurs :

• NO3 et/ou PO4 élevé : Une accumulation de l’un ou l’autre des nutriments ou des deux, peut être un indice qu’il manque du carbone pour permettre le métabolisme des bactéries. Le carbone est alors le facteur limitant qui empêche les processus biologiques de se réaliser correctement.
• Algues indésirables : L’excès de nitrates et phosphates non consommés par les bactéries nourrit les algues, qui prolifèrent rapidement.
• Réduction de la diversité bactérienne : Une carence en carbone limite la croissance bactérienne et réduit leur diversité. Cela peut entraîner une domination d’espèces opportunistes ou pathogènes. Ce phénomène non visible à l’œil nu, peut avoir des conséquences indirectes comme une filtration biologique moins efficace ou une santé amoindrie des coraux qui ne bénéficient plus des bactéries bénéfiques disparues.
• Comportement des coraux et invertébrés : L’excès de nutriments généré par une carence en carbone peut ralentir la croissance et la calcification des coraux, et dérégler l’équilibre métabolique traduit par un stress ou blanchiment partiel.
• Biofilms indésirables et cyanobactéries : Ces dernières se développent dans des environnements riches en nutriments, même avec une faible quantité d’oxygène disponible. Leur présence est souvent exacerbée par un déséquilibre C:N:P.
• Eau trouble ou jaunâtre : La dégradation insuffisante des matières organiques entraîne l’accumulation de composés organiques dissous (DOC) qui peuvent colorer l’eau.
• Accumulation de sédiments : Des déchets organiques non décomposés (particules alimentaires, excréments) s’accumulent plus visiblement dans les zones peu brassées.

3. Quand doser du carbone organique

Dans son objectif de maintenir un aquarium stable avec une maintenance la plus fiable et facile, le récifaliste devrait tout mettre en œuvre pour que l’équilibre biologique soit atteint le plus simplement possible, sans besoin de supplémenter en COD. Pour autant certaines situations l’imposent, dans une période limitée ou régulièrement.

3.1. Dosage selon les situations

L’ajout de carbone peut être nécessaire dans certaines situations :

• Charge organique excessive : La production de déchets organiques est importante, par exemple dans les aquariums hébergeant de nombreux poissons pollueurs, ceux nécessitant une forte alimentation (filtreurs), pour réduire la production d’algues ou d’autres nuisances… L’activité bactérienne consomme phosphore et azote pour maintenir des taux de NO₃ et PO₄ satisfaisants dans l’aquariu
• Système à faible taux de nutriments : Un système de gestion dit ultra low nutrient system (ULNS) tente de reproduire au mieux l’environnement récifal à très faible teneur en NO₃ (~1 mg/l) et PO₄ (~0,01 mg/l) dominé par les SPS, et également de réguler le ratio entre nitrates et phosphates notamment lors d’événements ponctuels (suralimentation, poisson mort). Un réacteur à bactéries (RAB) souvent associé à ce type de maintenance contribue a sa maitrise.
• Aquariums immatures : le renforcement maitrisé de l’activité bactérienne peut contribuer à activer ou stabiliser les cycles d’azote et de phosphore dans les aquariums nouvellement installés. C’est parfois le cas en débutant avec des pierres synthétiques ou recyclées.
• Formation de bactérioplancton : En milieu naturel c’est une source importante de l’alimentation d’organismes non photosynthétiques (NPS) tels que les coraux azooxanthellés (Tubastrea, certaines gorgones), les planctonivores microphages (bivalves, vers à panache, holothuries…). Les bactéries ainsi développées, mortes ou excrétées, sont une source de nourriture pour les coraux.
• Grands aquariums : La gestion maitrisée des excès de nutriments (nitrates et phosphates) permet de limiter les changements d’eau couteux et fastidieux (aquariums publics, systèmes isolés).
• Filtration complémentaire : Le RAB peut compléter l’action d’un refuge algal, d’un écumeur ou de résines anti-phosphates. Il constitue une approche supplémentaire, voire une alternative quand ces techniques ne peuvent être mises en place (encombrement d’un refuge, écumeur sous dimensionné…).

3.3. Risques associés à l’ajout de carbone organique

Source : Marine Ecology Progress Series

L’augmentation de COD accélère notablement le développement des bactéries du mucus corallien (2) source de maladies (nécroses…) et de la mort des coraux, sans relation avec celle de nitrates et phosphates.
Une surdose de carbone organique dans un aquarium récifal s’ensuit d’une prolifération bactérienne pouvant conduire à des situations encore plus rapidement critiques :

• Déficience en oxygène : La croissance bactérienne massive épuise rapidement l’oxygène dissous dans l’eau, causant une hypoxie pouvant conduire à la mort des poissons et par réactions, celle de tous les organismes de l’aquarium.
• Biofilm nuisible : Une prolifération de biofilms sur les surfaces, les coraux et autres organismes réduit leurs échanges gazeux vitaux.
• Stress et mort des coraux : Une accumulation de biofilm bactérien ou un déséquilibre de la flore bactérienne dans le mucus des coraux peut induire des stress favorisant l’apparition de maladies se manifestant par des nécroses tissulaires lentes (STN) ou rapide (RTN).
  Il peut également se produire une accumulation de poisons (sulfure d’hydrogène ou métabolites secondaires) et/ou une prédation microbienne sur les polypes coralliens affaiblis.
• Bloom bactérien : Une explosion bactérienne rend l’eau trouble, ce qui peut réduire la lumière disponible pour les coraux symbiotiques (zooxanthelles) et nuire à la photosynthèse et plus grave la désoxygénation du milieu.

• Accumulation d’ammoniac : La décomposition excessive des matières organiques peut engendrer un niveau d’ammoniac rapidement toxique pour les poissons et les coraux.
• Inhibition de la dénitrification : La déficience en oxygène liée à l’activité bactérienne perturbe le processus naturel de dénitrification pouvant entraîner une accumulation de nitrates.

• Fluctuations du pH : Une surconsommation d’oxygène dans les zones où les bactéries prolifèrent massivement peut réduire le pH.
• Excès de sous-produits métaboliques : les bactéries peuvent libérer des composés organiques secondaires excessifs qui peuvent être toxiques ou perturber le système.

3.4 Stratégies pour minimiser les risques

• Dosage précis : Ajouter les sources de carbone de manière progressive et adaptée aux besoins du système pour éviter une prolifération incontrôlée de bactéries.
• Stabilité des paramètres : Maintenir un environnement stable (température, rédox, salinité) pour limiter le stress des coraux, qui les rend plus vulnérables aux pathogènes.
• Filtration efficace : Utiliser un écumeur performant et potentiellement un stérilisateur UV pour réduire la charge bactérienne globale, y compris les pathogènes.
• Bactéries compétitrices : Introduire des bactéries bénéfiques (probiotiques comme Bacillus spp. ou Pseudomonas spp.) pour limiter les niches disponibles pour les pathogènes.

4. Sources de carbone organique

Des sources de carbone sont naturellement présentes dans l’aquarium ou ajoutées intentionnellement pour augmenter la population bactérienne.

4.1. Sources de carbone issues de la maintenance

• Matières organiques dissoutes (DOM) : les déchets organiques produits par les poissons, les invertébrés et les coraux (excréments, déchets alimentaires, mucus), se décomposent en carbone organique dissous dans l’eau.
• Aliments : les aliments pour poissons ou coraux apportent du carbone organique (acides aminés, hydrates de carbone…).
• Particules organiques : les aliments micronisés enrichissent le système en carbone.
• Photosynthèse des algues : les algues (Chaetomorpha, Caulerpa) produisent des composés organiques (glucides…) constitués de carbone.
• Bactéries commerciales : certaines formules commerciales incluent des sources de carbone, optimisant leur efficacité

4.2. Sources de carbone ajoutées

L’aquariophile peut introduire plusieurs composés carbonés, les bactéries étant plus ou moins réceptives à certaines molécules, parmi lesquels :

• Alcools :
  • L’éthanol pur : s’avère très concentré pour un dosage fiable. Un excès peut entraîner des « pics bactériens » soudains, augmentant le risque de développement de bactéries opportunistes. On peut toutefois le diluer à sa guise dans de l’eau osmosée.
  • La vodka (40 % vol. éthanol) est facilement disponible et préférable à d’autres alcools parfois dénaturés. Sélectionner une vodka la plus pure possible, sans arômes, colorants, ou sucres ajoutés, étiquetée "vodka pure" ou "distilled vodka".
    Une marque standard et économique peut faire l’affaire, peu importe sa base (blé, pomme de terre, maïs, betterave, etc.). Celles issues de blé ou de maïs sont les plus courantes.
• Glucides, sucres : monosaccharides (glucose, fructose), disaccharides (saccharose ou sucre blanc) et polysaccharides (agar, alginates, amidon…).
  • Le sucre blanc (saccharose) est également énergétique, en mesure de favoriser une croissance bactérienne rapide et massive s’il est utilisé inconsidérément. Cette facilité à surdoser est peut-être l’origine de déficience en oxygène conduisant au développement de pathogènes comme les Vibrio spp. ou d’autres bactéries anaérobies à l’origine de nécroses comme cela a été rapporté par des amateurs. Le saccharose, un disaccharide, demande une étape enzymatique supplémentaire avant d’être utilisé.
  • Le glucose anhydre ou plus facilement trouvé monohydraté, et aussi nommé D-glucose ou dextrose monohydraté, est un sucre simple (monosaccharide). Produit direct de la photosynthèse des algues et des zooxanthelles, il existe dans l’environnement corallien et préférable au saccharose. Il est facilement biodisponible et assimilé par de nombreuses bactéries.
    Ne pas utiliser le sirop de glucose qui contient d’autres sucres moins assimilables.
  • Le D-galactose également un sucre simple proche du glucose en termes d’énergie. Légèrement moins biodisponible que le glucose, il ne s’adresse pas strictement aux mêmes bactéries. Ceci expliquant peut-être son impact moindre sur la diversité de la flore bactérienne et la non-prolifération de certaines bactéries pathogènes (figure 1). C’est une option intéressante, notamment dans des circonstances où l’on recherche une stabilité.
• Acides aminés : tous les AA contiennent du carbone. Privilégier les acides aminés essentiels (histidine, leucine, isoleucine, lysine, méthionine, thréonine, valine) que les coraux ne synthétisent pas, ainsi que ceux utiles dans le métabolisme (arginine, glutamine, glycine, cystéine, tyrosine). Bien que proposés très dilués, les acides aminés étant des constituants essentiels des protéines ils contribuent à la santé du corail et trouvent donc un intérêt particulier en présence les aquariums à très bas taux de nutriments (ULNS).
• Acides organiques : l’acide acétique (vinaigre), maléique, lactique sont parfois utilisés.
  Nota : un vinaigre à 7° (soit 7 % d’acide acétique en volume) correspond à un vinaigre à 5 % d’acide acétique en masse.
• Acétates : Les acétates de calcium, sodium, magnésium… sont une forme stabilisée de l’acide acétique, directement assimilables. Leur choix peut contribuer à diminuer des dérives de minéraux Ca, Na, Mg.
• Hydrolysats de protéines : ces produits peu utilisés en aquariophilie récifale, dérivés de la décomposition des protéines sont riches en peptides et acides aminés offrant une source de carbone facilement assimilable par les bactéries et les coraux.
• Produits commerciaux pré-mélangés : Ces solutions telles que le Red Sea NoPox, prêtes à l’emploi, contiennent un mélange de différentes sources de carbone (alcools, acides organiques…).
• Substrats commerciaux carbonés : Il s’agit de matériaux peu ou non poreux enrichis en carbone organique, fournissant à la fois un substrat et une alimentation pour les bactéries. Le carbone inclus est progressivement libéré, rendu immédiatement disponible lors de l’érosion par les bactéries colonisant la surface, ce qui en facilite l’usage. La libération de carbone est lente et régulière, sans grand risque de surdosage mais elle impose de réajuster le volume du substrat selon l’usure.
  • Le matériau plastique est biodégradable, principalement :
    • Polyhydroxyalcanoate (PHA) auquel appartient le polyhydroxybutyrate (PHB) utilisé. La matière est produite par des bactéries en conditions stressantes avec peu de nutriments azote et phosphore. Elles accumulent du carbone comme réserve d’énergie. Le PHB est à dégradation lente assure une certaine stabilité.
    • Acide polylactique (PLA), un polyester thermoplastique obtenu à partir d’amidon de maïs, betterave sucrière et d’autres cultures riches en sucres. La fermentation des sucres produit de l’acide lactique ensuite polymérisé en macromolécules formant la matière plastique. Le PLA est à dégradation un peu plus rapide, adapté à des démarrages (Aquaforest, D-D Bio Pellets).
  • Ces matériaux sont produits sous deux formes :
    • En boules (bioballes) : Les bioballes (JBL BioNitrat EX…) moulées, se placent dans en filtration passive dans le flux de la cuve technique
    • En granulés (biopellets) : Le granulé est extrudé à chaud puis coupé en tailles et formes variant selon les marques, ce qui influence la fluidisation, le colmatage. Les biopellets s’utilisent en filtration passive comme les bioballes ou plus fréquemment en lit fluidisé au sein d’un réacteur à bactéries. Le commerce propose quantité de références (DVH Aquatic NP-Reducing Biopellets ; Reef Interests All-In-One Biopellets ; Tropic Marin NP-Bacto-Pellets…). Certaines ajustent la composition pour favoriser la réduction de certains nutriments, par exemple les phosphates en stimulant des bactéries spécifiques.

4.3. Choix des composés carbonés

Toutes les sources de carbone ne se valent pas. Leur utilisation doit être adaptée aux besoins spécifiques de l’aquarium tout en tenant compte du risque potentiel de favoriser les pathogènes. Quelques caractéristiques peuvent orienter le choix d’une source de carbone :

• Source d’énergie (kJ/g): La quantité d’énergie disponible dans une molécule dépend des atomes qui la composent et de la manière dont ils sont liés. Lors de la dégradation les bactéries exploitent l’énergie issue des liaisons chimiques de la molécule, rompues et reformées pendant les processus métaboliques. Les liaisons ciblées sont notamment celles riches en électrons : C−H et C−C.
  Les sources de carbone n’ont donc pas la même valeur énergétique et ne peuvent être remplacées part pour part. Une source de carbone très énergétique telle que l’éthanol, permet une assimilation plus rapide durant le métabolisme des bactéries, pour construire leur biomasse et un développement plus massif de la colonie. Cependant un excès d’énergie présente plus les risques déjà évoqués en cas de surdosage. A contrario, une source pauvre en énergie appauvrit les réserves et demande plus d’efforts enzymatiques pour l’assimilation.
  Le tableau 1 précise la valeur énergétique de différentes sources de carbone.
  Le calculateur proposé plus loin, définit celle de la solution carbonée issue d’une recette particulière. Dans ce dernier, l’eau étant une molécule stable et oxydée, elle ne participe pas aux réactions de combustion et n’apporte aucune énergie utilisable dans ce contexte.
• Facilité d’assimilation : Les bactéries assimilent plus aisément les carbones simples (éthanol, acide acétique, glucose, acétates) que ceux complexes (polysaccharides : saccharose…). Exigeant moins de transformations enzymatiques, d’énergie et de temps pour leur décomposition avant assimilation, ils sont plus rapidement bioassimilés et la croissance bactérienne en est facilitée. Dans la pratique le glucose et les acétates sont utilisés car facilement assimilables par une très grande variété de bactéries qui rencontrent régulièrement ces molécules issues de la lyse d’autres cellules vivantes.
• Effets sur NO_3, PO₄ : Selon les espèces, les bactéries réduisent mieux nitrates ou phosphates. Les glucides (glucose) sont plutôt mieux traités par les espèces assimilatrices de phosphore (PAB). Il s’avère heureusement que les mêmes bactéries contribuent plus ou moins au cycle de l’azote et celui du phosphore comme le détaille l’article Bactéries en aquarium marin et récifal.
• Taux de l’élément carbone en masse (%) : les composés diffèrent dans leur proportion en carbone. Cependant ce taux n’est qu’un indicateur. En effet, il y a possibilité de diluer la solution dans de l’eau osmosée pour atteindre l’objectif visé.

Le tableau 1 compare les particularités des principales sources de carbone organique en aquariophilie marine.

5. Recettes de solutions carbonées

5.1. La genèse en aquariophilie récifale

L’introduction de source carbonée en aquariophilie récifale a débuté avec l’éthanol pur, un produit concentré dont il a fallu trouver des dosages. Michael Mrutzek et Jörg Kokott on proposé un protocole en 2004, détaillé sur Der Meerwasseraquarianer et Récif France dans l’article Dosage de l’éthanol dans l’aquarium (plus disponible sur le Net), qui a évité bien des déboires à ceux qui s’en sont inspiré.

L’éthanol pur s’est vite avéré un procédé agressif avec des risques associés amplifiés. Une formule plus douce avec de l’éthanol dilué (vodka) et polycarbonée pour atteindre des bactéries diverses, a été proposée plus tard, publiée par Glassbox Design (plus disponible). Cette recette, dite méthode VSV (Vodka, Sucre, Vinaigre) originelle faisait état de 200 ml de vodka 40°, 50 ml de vinaigre blanc 7° (5%) et 1,5 tbsp de sucre blanc (saccharose) c’est à dire 1,5 cuillère à soupe soit ~20 g de sucre.

Des récifalistes ont plus tard reproché au sucre de favoriser les nécroses, plus que les alcools. Certes, l’augmentation du glucose a scientifiquement été relié à une augmentation de bactéries pathogènes. Cependant elle s’est limitée à comparer le glucose à d’autres formes de sucres présentes naturellement dans le mucus de coraux (galactose, manose…). Les chercheurs n’ont pas jugé bon de comparer le glucose avec le sucre blanc, la vodka 40° ou du vinaigre blanc, probablement jugés trop peu présents sur le récif. Par contre ils s’accordent à dire qu’un excès de carbone organique, quelle qu’en soit la provenance, augmente l’émergence et l’abondance d’agents pathogènes opportunistes cause de maladies et de nécroses dégradant les récifs (1,2). L’augmentation du COD est de ce point de vue plus critique que celle des nitrates et phosphates (3).
Le sucre blanc (saccharose)
serait également à l’origine du ternissement de coraux… une raison de lui préférer le glucose voire le galactose, plus facilement assimilables, auxquels il est naturellement habitué.

5.2. Recettes polycarbonées

Source : Nature.com

La nature des sources de carbone influe sur la densité et la diversité de la communauté bactérienne (4), d’autant plus quand la source est unique. En effet, l’enrichissement d’une partie de la communauté permet à ces bactéries d’en supplanter d’autres qui pourraient avoir des rôles défensifs (production d’antibiotiques) ou métaboliques (fixation du carbone ou de l’azote).

La figure 1 montre que le glucose utilisé seul, favorise les bactéries Vibrionaceae (dont certaines sont pathogène) par rapport à d’autres sucres, ainsi que des bactéries fréquentes dans les zones coralliennes oligotrophes. Il est donc préférable de multiplier les sources de carbone citées au tableau 1.

À titre de comparaison, le tableau 2 compare des recettes aux effets quelque peu différents.

• 1 : Utilisation unique d’éthanol pur, très énergétique. Le dosage doit être très rigoureux, stable et très adapté au système, ne supportant pas de dérive.
• 2 : Formule initiale VSV est plus douce.
• 3 : Assemblage de type NoPox (sous réserve), doux, peu énergétique adapté à un maintien sur le long terme.
• 4 : Formule équilibrée permettant de traiter NO_3, PO₄, biodisponible, plus facilement assimilable que VSV et quasi tout aussi énergétique.

L’eau permet ici de diluer et améliorer la dissolution des sucres (saccharose, glucose).

5.3. Objectifs d’une recette

Chaque source de carbone favorise des processus microbiens ou écologiques spécifiques. Sauf cas particuliers on privilégiera une solution modérément énergétique et stable :

• Diversité bactérienne : un mélange équilibré de sources modérément énergétiques (glucose, vinaigre, acides organiques) stimulera plusieurs souches bactériennes.
• Stabilité à long terme : Les acétates libèrent du carbone lentement, permettant une stimulation bactérienne progressive et sûre. On pourra les associer au vinaigre dans ce but.
• Réduction rapide des nutriments (NO₃, PO₄) : on pourra privilégier des sucres simples (glucose, fructose) et la vodka, énergétiques, rapidement métabolisés, pour une réponse rapide, par exemple pour corriger un pic soudain de nutriments.

5.4. Calculateur de solution polycarbonée

Le calculateur qui suit permet d’évaluer une recette compte tenu des informations ci-dessus, tout en respectant un objectif de performance (taux de carbone contenu et valeur énergétique). Outre les sources de carbone, il est possible de diluer dans de l’eau osmosée pour des besoins spécifiques : en petites quantité, pour multiplier les distributions quotidiennes, pour s’adapter à la précision d’un microdoseur ou en présence de sucre comme nous le verrons.

5.6. Réaliser la solution polycarbonée

Dissolution du sucre

• Le sucre blanc (saccharose) se dissout mal dans de l’éthanol pur. Il faut préalablement le dissoudre dans un peu d’eau osmosée à prévoir dans la formule. Elle n’est en général pas indispensable en présence d’une forte proportion de vodka qui contient 60 % d’eau ni dans le vinaigre essentiellement constitué d’eau.
• Le glucose est encore moins soluble dans l’éthanol pur que le saccharose, et reste limitée dans la vodka. Un complément d’eau s’impose.

Réalisation de la solution

1. Doser les liquides (éthanol, vodka, vinaigre…) :
• En présence de glucose prévoir un peu d’eau osmosée et/ou chauffez légèrement le vinaigre à 40-50°C maximum pour améliorer la dissolution en évitant l’évaporation excessive.
• En présence de saccharose associer un peu d’eau osmosée.
• En présence d’éthanol diluer avec de l’eau osmosée.
2. Verser dans le liquide le saccharose, le glucose et les acides aminés si prévus
3. Mélanger et agiter pour une dissolution complète du sucre jusqu’à obtenir une solution claire, sans cristaux.

Stockage

• Étiqueter la bouteille avec la date de préparation.
• Conserver la solution dans une bouteille opaque et hermétique,
• Entreposer au réfrigérateur en présence d’AA.
• Utiliser dans un délai d’environ 2 mois.

6. L’écumeur, maillon indispensable

L’écumeur de protéines élimine les matières organiques avant qu’elles ne se décomposent dans l’eau en ammoniac, nitrates et phosphates, réduisant ainsi la pollution à sa source. Ce rôle est d’autant plus crucial pour maintenir la qualité de l’eau et l’équilibre biochimique, quand on augmente volontairement cette biomasse bactérienne. En l’absence d’écumeur les bactéries mortes resteraient dans l’aquarium en se décomposant et restituant les nutriments assimilés dans l’eau. L’ajout de carbone serait voué à l’échec et plus encore il pourrait être le début d’une catastrophe assurée, et ce pour plusieurs raisons :

• Exportation de la biomasse bactérienne : les bactéries hétérotrophes prolifèrent en présence de carbone pour consommer nitrates et phosphates. La biomasse bactérienne détachée du substrat ou en suspension dans l’eau, est exportée par l’écumeur, réduisant ainsi les nutriments assimilés sous forme de biomasse.
• Oxygénation : La biomasse bactérienne consomme d’autant plus d’oxygène qu’elle est forte. Incontrôlée elle devient un risque d’hypoxie ou de bloom bactérien. L’écumeur contribue à maintenir une bonne oxygénation, favorisant les échanges gazeux et réduit le risque d’une prolifération incontrôlée.
• Élimination des sous-produits : l’écumeur élimine des protéines, acides aminés et d’autres molécules organiques produites par les bactéries ou libérées par les organismes vivants.

7. Dosage de carbone dans l’aquarium

7.1. Méthode d’ajout de COD dans l’aquarium

Les injections de solution carbonée sont toujours maitrisées : calculées, précise, rigoureuses, que ce soit en phase de démarrage, de maintenance normale ou d’arrêt. Le dosage calculé peut se faire :

• Manuellement : Sur une période limitée, il exige une grande rigueur de la part du soigneur.
  Attention : la méthode courante consistant à ajouter un morceau de sucre occasionnellement, selon des impressions subjectives est certes, en général suivie d’effets notables. Malheureusement ces ajouts incontrôlés peuvent déséquilibrer le système biologique et s’avérer finalement déstabilisants et négatifs dans la durée.
• Par microdosage automatisé : Quand l’apport est intégré dans une maintenance normale.
• Dans un réacteur à bactérie : S’il y a besoin de déporter la production bactérienne, par exemple afin de limiter les risques pour l’aquarium. L’article Réacteurs à bactéries détaille son utilisation.

7.2. Détermination des dosages

7.2.1. Définir le niveau de pollution

L’équilibre écologique est complexe impliquant de nombreux facteurs (nourrissage, densité de poissons, quantité et qualité de pierres vivantes, systèmes de traitements…) qu’il est difficile de chiffrer individuellement. La consommation d’un aquarium récifal est très variable et peut atteindre 2 mg/l NO₃ par jour. Le niveau de pollution est exprimé par le taux de nitrates (et de phosphates) que nous mesurons. Cette expression du bilan dynamique production/exportation est riche d’enseignements, par exemple :

• Nécessité d’un apport de carbone : Un taux constant est le bilan d’un bac équilibré et n’a pas forcément besoin d’ajouter du carbone organique. Réduire le taux de pollution relève alors uniquement de la nécessité d’adapter au mieux le biotope à la faune hébergée.
• Surproduction de nitrates : Une dérive de quelques mg/l NO₃ sur une période (sans changer la maintenance) qu’il y a besoin de doser quotidiennement en carbone pour la traiter.

Pour simplifier l’estimation, le calculateur se limite à la réduction des nitrates et suppose que rien ne limite la réduction conjointe des phosphates.

7.2.2. Déduire la quantité de carbone à doser

Comme nous l’avons évoqué, les bactéries hétérotrophes assimilent le carbone et l’azote dans un ratio C:N d’environ 75:10. Recalculé en poids moléculaire, cela signifie que les bactéries ont besoin d’environ 1,70 mg de carbone pour assimiler 1 mg de nitrates.

Supposons que le carbone soit le facteur limitant du cycle d’azote stable d’un aquarium de 100 litres où l’on souhaite réduire la production de nitrates de 1 mg/l chaque jour. Il faut alors pourvoir aux bactéries 1,70 mg/l de carbone supplémentaire. Soit 170 mg de carbone. Le taux de carbone contenu dans la solution carbonée déterminera son dosage quotidien. En général, dans un aquarium récifal l’apport de l’élément carbone ne devrait pas dépasser environ 1 mg de carbone par litre d’aquarium et par jour.

Il s’agit du dosage maximum quotidien pour réduire la pollution. Cette estimation théorique destinée à seulement démarrer le protocole ne peut prétendre intégrer de façon exhaustive toutes les spécificités des relations biochimiques en jeu dans notre écosystème fermé. Aucun protocole ne peut prétendre fixer un planning de dosage fiable pour n’importe quel système. Seuls les tests NO₃ (et PO₄) permettent de piloter les apports de carbone comme nous l’aborderons. La prudence recommande de débuter le dosage au 1/10 de cette valeur.

7.3. Protocole de démarrage et d’arrêt

Le démarrage doit impérativement être progressif pour que les coraux et autres organismes s’adaptent au nouvel équilibre. Il est réalisé de manière maitrisée en respectant plusieurs étapes  :

1. S’assurer que l’écumeur fonctionne normalement et qu’il est bien dimensionné pour le niveau de pollution.
2. Mesurer les taux de NO₃ et PO₄ initiaux.
3. Ajuster si besoin le ratio NO₃/PO₄ vers 100 à 150/1 au moyen d’additifs ou autre méthode.
4. Le calculateur prend en compte le taux de nitrates à réduire et détermine le volume de solution carbonée à distribuer quotidiennement.
5. Ensemencer en bactéries probiotiques, puis régulièrement environ tous les 2 mois
6. De préférence agiter la solution carbonée avant utilisation, des sucres dissous dans la vodka ou l’éthanol pouvant précipiter.
7. Injecter la solution carbonée : en 2 à 3 fois par jour en l’augmentant progressivement selon le planning du calculateur.
8. Mesurer les taux de NO₃ et PO₄ tous les 2 jours. Les effets se révèlent après plusieurs heures et durant quelques jours. Ils sont d’autant plus rapides que le taux de nitrate est initialement fort, avec des sources de carbone énergétiques, si une biomasse bactérienne est déjà installée et si l’écumeur est efficace. Il est moins rapide en cas de sous dosage.
9. Suivre la diminution de NO₃ et PO₄ sur une courbe (figure 1). Ce sont les taux mesurés qui conduisent la marche à suivre, et uniquement eux.
10. Observer :
• Le comportement dans l’aquarium (coraux pâles, biofilm non excessif sur les vitres…). Si l’eau devient laiteuse le dosage trop important ou trop rapide provoque une explosion bactérienne risquée pour les poissons et coraux. Stopper la méthode jusqu’au retour à la normale, puis reprendre en respectant le dosage.
• La couleur plus foncée et l’odeur nauséabonde de l’éluât d’écumage est un signe de l’extraction des bactéries.
11. Quand le taux de nitrates souhaité est atteint, injecter la même dose quotidienne de carbone. Les bactéries ne pouvant pas se multiplier indéfiniment, elles atteignent un seuil de croissance jusqu’à l’équilibre bactérien.
    Si le taux de nitrates ou phosphate devenait indétectable, stopper tout ajout et réduire un peu la dose.

La mise hors service se réalise tout aussi progressivement pour que les organismes s’adaptent au nouvel équilibre de nutriments. Pour ce, diminuer la dose de solution carbonée de 0,1 ml / 100l tous les 2 jours.

Un peu de carbone, pour que le récif carbure.

En savoir plus

• 1 – Excess labile carbon promotes the expression of virulence factors in coral reef bacterioplankton – Anny Cárdenas. 01/2017
• 2 – Role of elevated organic carbon levels and microbial activity in coral mortality – David I. Kline, Neilan M. Kuntz, Mya Breitbart, Nancy Knowlton, Forest Rohwer – Marine Ecology Progress Series, 05/2006
• 3 – Pathologies and mortality rates caused by organic carbon and nutrient stressors in three Caribbean coral species – Neilan M. Kuntz, David I. Kline, Stuart A. Sandin, Forest Rohwer – Marine Ecology Progress Series, 06/2005.
• 4 – Mucus Sugar Content Shapes the Bacterial Community Structure in Thermally Stressed Acropora muricata – Sonny T M Lee, Simon K Davy, Sen-Lin Tang, Paul S Kench – 03/2016
• 5 – Total Organic Carbon (TOC) and the Reef Aquarium: an Initial Survey, Part I

• 6 – Dosage de l’éthanol… la méthode vodka de Jörg Kokott et Michael Mrutzek Publication Récif France, 2004 (plus disponible).
• 7 – Vodka on the reefs : le bon cocktail ? – Florian Lesage & Hervé Rousseau – Récif.orgs, 12/2006
• 8 – The Old Becomes New, Yet Again: Sandbeds and Vodka, part 1 – Eric Borneman – reefkeeping, 10/2004
• 19 – The Old Becomes New, Yet Again: Sandbeds and Vodka , part 2 – Eric Borneman – reefkeeping, 11/2004

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1. Ratio de Redfield : origines et signification

1.1. Ratio des nutriments C:N:P

Tout organisme vivant nécessite des nutriments pour son métabolisme parmi lesquels :

• Carbone (C) : il constitue la base des molécules (protéines, lipides, ADN…) et joue un rôle comme source d’énergie.
• Azote (N) : il est essentiel à la synthèse des protéines (acides aminés) et des acides nucléiques.
• Phosphore (P) : indispensable pour les membranes cellulaires (phospholipides) et la production d’énergie (ATP).

En milieu marin les organismes vivants ont évolué et se sont adaptés aux environnements dans lesquels ils vivent. Les écosystèmes marins (océan, surface, abysses, plateau continental, récif, lagon…), présentent quelques particularités liées à leurs nombreux facteurs (disponibilité en nutriments, oxygénation, hydraulique…). Le ratio C:N:P constituant les cellules des organismes vivants est donc donc variable selon leur biotope.

1.2. Concept de Redfield

Alfred Clarence Redfield (1890–1983) établit en 1934 dans le Concept de Redfield, que la biomasse phytoplanctonique océanique contient en moyenne un rapport atomique de 106:16:1 pour le carbone (C), l’azote (N) et le phosphore (P), et qu’il est similaire entre celui de l’azote et du phosphore dans les eaux océaniques. Cette proportion, résultat des processus évolutifs et des cycles biogéochimiques des océans, est devenue une référence pour comprendre les besoins nutritionnels des organismes marins.

1.3. Ratio de Redfield : une moyenne plutôt qu’une règle

Le ratio biologique de Redfield doit être considéré comme une observation générale dans les océans globaux. Il reflète la composition chimique moyenne des cellules phytoplanctoniques dans des conditions où les nutriments (N et P) ne sont pas limitants. Ce ratio s’avère stable pour les systèmes océaniques ouverts (figure 1), car les processus biologiques et biogéochimiques tendent à stabiliser les flux globaux de C, N et P à des proportions proches de cette moyenne. Mais ce n’est pas une règle dans tous les écosystèmes marins.

En effet, ce ratio n’est pas une exigence nécessaire à la croissance du phytoplancton et des végétaux. Il varie considérablement selon les espèces de phytoplancton dominants dans un écosystème, même dans des systèmes riches en nutriments. Les cyanobactéries adaptées à des environnements pauvres en nutriment ont souvent un ratio C:N:P supérieur. Les diatomées aux parois siliceuses ont des besoins en phosphore différents. Les macroalgues, comme les algues brunes ou rouges, montrent des compositions encore plus variables selon leur environnement.

2. Le ratio de Redfield n’est pas une constante de l’eau

2.1. Ce ratio biologique ne reflète pas celui des nutriments dissous

Le ratio de Redfield est biologique, relatif à la composition des organismes. Il s’avère qu’il est intimement lié au ratio des nutriments C:N:P dissous dans l’eau des océans, mais il n’est pas universel.

En effet, le ratio des nutriments dissous dans l’eau est déterminé par des processus biogéochimiques complexes, et pas uniquement par les besoins biologiques des organismes. Il peut varier considérablement en fonction de sources externes. Par exemple, les nitrates (NO₃) et les phosphates (PO₄) proviennent d’apports externes : le ruissellement des terres, les apports atmosphériques, les upwellings océaniques. Ils proviennent aussi de pertes par exportation : l’azote perdu sous forme gazeuse (N₂) via la dénitrification bactérienne, le phosphore souvent immobilisé dans les sédiments ou précipité sous forme de phosphates insolubles. Ces exports expliquent parfois la limitation d’un élément N ou P. Il devient le facteur limitant un métabolisme, dont l’impact est d’autant plus important et rapide que les eaux sont oligotrophes, avec très peu de nutriments.

Le ratio de l’eau ainsi déséquilibré n’empêche pas toujours le phytoplancton de croître, son ratio biologique interne reste toujours proche de Redfield 106:16:1. En effet les végétaux marins, comme de nombreux organismes, s’adaptent à leur environnement et ajustent leur métabolisme. Ils sont en mesure de tamponner les fluctuations externes par stockage. C’est par exemple le cas dans certaines régions tropicales limitantes en phosphore dont le ratio N:P peut être supérieur à 50:1 alors que les organismes marins survivent.

2.2. Différences de vitesse d’assimilation

Les nutriments dissous ne sont pas consommés à la même vitesse par les organismes : le phytoplancton et les bactéries consomment souvent l’azote et le phosphore selon leurs besoins immédiats. Par ailleurs la limitation d’un nutriment peut entrainer le stockage de l’autre. Par exemple un faible niveau de phosphore entraine une accumulation de l’azote. Un déséquilibre du ratio s’installe alors temporairement.

2.3. Le ratio diffère selon les écosystèmes

Le ratio C:N:P évolue selon les habitats en raison de variations dans les sources de nutriments ainsi que les processus biologiques et écologiques dominants, influençant directement la structure des communautés biologiques :

• Océan ouvert : en haute mer les ratios avoisinent ceux de Redfield pour le phytoplancton. Les taux d’azote et de phosphore peuvent devenir limitant dans les zones oligotrophes (pauvres en nutriments).
• Crête récifale : l’énergie des vagues y est intense, favorisant l’aération et l’échange avec l’océan. Les nutriments sont généralement limités et le carbone prédomine dans les organismes calcifiants et autotrophes (coraux et algues calcaires). L’azote est rapidement assimilé par les organismes autotrophes ou recyclés par des bactéries, le phosphore est plus faible, précipité rapidement sous forme de phosphates dans un environnement alcalin. Le ratio C:N:P pourrait avoisiner 150-200:20:1.
• Lagon : ces environnements semi-fermés favorisent l’accumulation de matières organiques et de nutriments. D’autre part, les ratios peuvent être impactés par des apports anthropiques (eaux côtières, fertilisants) favorisant des teneurs variables, globalement plus élevées en azote et phosphore. Le ratio C:N:P serait de l’ordre de 120-150:20-25:1
• Plaine récifale : dans les zones plus profondes la lumière diminue, réduisant l’activité autotrophe. La matière organique particulaire sédimente et sa dégradation prédomine, le taux de phosphore peut être influencé par les processus de reminéralisation. Les taux d’azote et de phosphore y sont plus importants.

3. En aquarium, le contexte diffère du milieu naturel

Le contexte d’un aquarium, système fermé, est notablement différent avec des interactions de nature à bouleverser les schémas.

3.1. Besoins spécifiques

Les organismes présents dans l’aquarium (coraux, bactéries, algues) ont des besoins spécifiques qui diffèrent de ceux du phytoplancton.

3.2. Nutriments importants

Les apports (alimentation, déchets…) sont proportionnellement importants et les exportations (filtration, écumage…) y sont gérées à petite échelle par l’aquariophile, contrairement aux masses océaniques où les flux sont régulés naturellement. Dans un aquarium récifal, système artificiel et fermé, les déséquilibres sont encore plus marqués.

En aquarium, la biomasse microbienne et les particules organiques ne sont pas négligeables. Le carbone organique (matière vivante, détritus), l’azote et le phosphore, sont liés à plusieurs processus : métabolisme, stockage, précipitations… Ils forment des sources et des transformations importantes qui influencent fortement le cycle des nutriments. Le ratio dissous mesuré dans l’eau de l’aquarium est donc le résultat des apports, des exportations et des transformations chimiques, sans lien direct avec les besoins internes des coraux, algues ou bactéries. Cela crée une vision partielle et biaisée des flux de nutriments dans l’aquarium. L’application du ratio Redfield est impossible dans ce contexte.

3.3. Concentrations élevées mais non limitantes

En milieu naturel l’azote et le phosphore disponibles en très faibles quantités deviennent facilement des éléments limitants. Cela force les organismes à optimiser leur utilisation. En aquarium la situation est différente. N et P sont en général présents en excès, le carbone s’avère plus fréquemment le facteur limitant. Tant que les niveaux de N et P élevés restent dans une plage compatible avec la biologie des coraux et des poissons, ils ne créent pas de stress significatif. Cette limite est toutefois variable. En aquarium elle bien souvent contrainte par le développement des algues ou cyanobactéries.

3.4. Aquarium contrôlé

En aquarium, les paramètres sont maintenus dans une plage étroite (pH, température, salinité, lumière) qui réduit le stress métabolique. Cela permet aux organismes de mieux tolérer des déséquilibres des ratios C:N:P.

3.5. Tests aquariophiles inadaptés

Nos tests colorimétriques ou photométriques NO₃ ne mesurent que les nitrates, une forme oxydée d’azote inorganique, ils ne mesurent pas les autres formes d’azote dissous (ammoniac NH₃, ammonium NH₄, nitrites NO₂, azote organique : acides aminés, urée, diazote…) dissous dans l’eau. Les coraux assimilent plus facilement l’azote sous forme ammonium et en bien moindre mesure les nitrates. Les nitrates ne reflètent donc pas la disponibilité en azote pour les coraux. Cependant, dans une situation stable et equilibrée la présence de nitrates suppose la présence d’ammonium en amont, dont une partie est potentiellement disponible pour les coraux et les autres organismes.
De même que le test PO4 ne mesure que les phosphates inorganiques, excluant les différentes formes de phosphore organique. Ces tests excluent donc les formes organiques de N et P (DON/DOP) largement présentes dans les aquariums.

L’analyse ICP qui ne mesure pas le carbone ni l’azote total, ne permet pas plus de mesurer le ratio C:N:P global. Les biologistes utilisent des méthodes spécifiques pour chaque élément : le carbone total avec des analyseurs (TOC/DOC) qui incluent les formes organiques et inorganiques ; l’azote total par colorimétrie, spectrophotométrie UV, spectrophotomètre ; le phosphore total par chimie analytique et des mesures colorimétrique ou spectroscopique. Ces méthodes permettent de combiner les fractions organiques et inorganiques, ce que l’ICP seul ne peut pas faire.

3.6. Expression différente des mesures

Les tests aquariophiles mesurent NO₃ et PO₄ en milligrammes par litre. De son côté, le biologiste marin mesure les éléments C, N et P individuellement et expriment le ratio de Redfield C:N:P 106:16:1 en mole. C’est à dire que la biomasse du phytoplancton est constituée de 106 atomes de phosphore, 16 d’azote et 1 de phosphore. Traduit en masse cela représente respectivement 1272, 992 et 95. Le ratio est alors 41:32:1 en mg/l.

Ce ratio N:P 32:1 est contenu dans les molécules de nitrates et phosphates dans un ratio NO₃/PO₄ de 46/1. Aucun aquariophile ne respecte cette proportion, bien loin du ratio NO₃ / PO₄ en mg/l préconisé en aquarium récifal 100/1 à 150/1. Mais pas de panique ! Les organismes marins y prospèrent grâce à leur adaptabilité, au fait qu’ils supportent mieux les excès de nutriment que des carences, qu’ils ont la capacité d’utiliser des formes organiques non mesurées (DON, DOP) non prises en compte par les tests standards et qu’il sont maintenus dans un environnement globalement stable et contrôlé, compensant les déséquilibres apparents.

4. Enseignements de Redfield pour l’aquariophile

Redfield pourrait-il être récifaliste ? Ses observations relatives à des organismes végétaux dans un milieu spécifique, loin de nos réalités aquariophiles sont inappropriées à l’aquariophilie récifale et ne peuvent s’appliquer stricto facto. Le concept d’équilibre entre les nutriments que Redfield a mis en évidence joue pourtant un rôle déterminant dans l’efficacité des métabolismes de tous les organismes, notamment des bactéries dans le traitement des déchets et le cycle de l’azote. C’est l’un des piliers de notre maintenance.

4.1. Enseignements

Le concept de Redfield est général, mais capital et riche d’enseignements :

• Un concept, pas une règle : les ratios NO₃/PO₄ 100/1 à 150/1, habituellement recommandés dans un aquarium récifal répondent au concept d’équilibre. Ils sont le fruit de l’expérience et doivent être considérés comme une ligne de conduite plutôt qu’une règle absolue. Un déséquilibre non limité aux cyanobactéries : une étude en milieu naturel a mesuré le développement de dinoflagellés en présence d’un ratio N/P élévé associé à P faible.
• Niveaux de nutriments raisonnables : ce concept d’équilibre ne remet pas en cause les valeurs minimales et extrêmes. En effet, des proliférations algales sont générées par des taux de nitrates ou phosphates excessifs, de même qu’une carence dans l’un ou l’autre affaiblit le corail.
• Des ratios différents du milieu naturel : c’est une situation qui ne nuit pas à une bonne maintenance. Elle s’explique par des réactions diverses (précipitations, action bactérienne) sans rapport avec ce qui se produit dans l’océan.
• Observer et s’adapter au contexte : chaque aquarium est différent, avec des flux de nutriments non mesurables. Les résultats des tests ne sont que l’expression du bilan de ces interactions. Une approche basée sur l’observation des coraux, algues et autres organismes est plus efficace que l’application rigide d’un ratio : les coraux montrent-ils des signes de blanchiment ou de stress, les algues indésirables prolifèrent-elles malgré des PO₄ faibles ?

• Maintenance pragmatique et stable :
  • Variations progressives : forcer trop rapidement un ratio en ajoutant des nitrates ou des phosphates peut favoriser la prolifération d’algues indésirables ou cyanobactéries.
  • Cycles biologiques complets : proposer un système qui se régule au mieux. Par exemple distribuer régulièrement des sources de carbone organique (ex. vodka, acétate) pour stimuler les bactéries hétérotrophes consommatrices de nitrates et phosphates ; favoriser si nécessaire les refuges algaux pour capturer les nutriments excédentaires…

4.2. Carbone dans le concept de Redfield en aquarium marin

Suivi du carbone dans la maintenance

Ce premier élément du ratio a été un peu oublié. En effet ce n’est pas un élément que nous suivons régulièrement.

• Carbone organique dissout (COD): le test n’est pas à la portée de l’aquariophile, cependant le test Triton N-DOC mesure le carbone et l’azote inorganique dissout. En milieu marin le COD est généralement très faible : de 1 à 5 mg/l dans les eaux océaniques peu polluées et jusqu’à 10 mg/l, voire davantage, près des zones côtières enrichies en nutriments. Ce sont les taux visés en aquariums récifaux, ils assurent la ressource pour l’activité bactérienne importante dans nos milieux.
• Carbone inorganique dissout (CID) : il est stable en eau de mer de 2000 à 2200 µmol/L (soit environ 24 à 26 mg/l de C).
  Nous gérons les formes les plus présentes (bicarbonates, carbonates) en aquarium via le test KH. Dans un aquarium récifal, les niveaux visés de CID sont similaires, de 2000 à 2400 µmol/l. Avec pH 8,0-8,4 et S35, le taux de CID est environ 2000 µmol/L à 7 dKH et 2800 µmol/l à 10 dKH. Le taux de CO₂ n’est cependant pas mesuré, dépendant des échanges gazeux.

4.3. Ratios NO3 / PO4 en aquarium marin

La question des taux limites en NO₃ et PO₄ intéresse l’aquariophile. Il suit régulièrement ces valeurs, mais se soucie peu du ratio NO₃/PO₄. Voyons comment nous pouvons exploiter le concept de Redfield.

À cet effet, je propose un diagramme (figure 2) qui n’a rien de scientifique, seulement porté par un faisceau d’expériences d’aquariophiles à travers le monde. Il repose sur plusieurs hypothèses et principes :

• Biologiquement le concept de ratio N:P est indéniable et s’applique aux habitants de l’aquarium.
• Le concept peut s’étendre à la qualité d’une eau qui assure la disponibilité des éléments N et P dans le contexte de l’aquarium, malgré ses inconnues. Autrement dit le résultat mesuré dans l’eau est exploitable, même s’il n’est que l’expression finale de flux (intrants, épurateurs, consommateurs…) et cycles internes (azote, phosphore) dont on sait peu.
• Puisque l’on ne peut exploiter les informations sur les éléments azote et phosphore, on peut logiquement tenter un raisonnement sur la base des nitrates et phosphates.
• Une gestion stricte basée uniquement sur un ratio ignore la réalité des flux de nutriments et peut entraîner des déséquilibres. Il convient d’élargir l’analyse en intégrant les carences et excès de nutriments : trop d’azote accentue la prolifération algale, un élément limitant perturbe le métabolisme…
• L’expérience des récifalistes montre qu’un ratio NO₃/PO₄ de l’ordre de 100/1 à 150/1 exprimé en mg/l est adapté à la maintenance d’organismes sensibles tels que les coraux, dans nos aquariums. Pour autant, au stade actuel de nos incompréhensions, ce postulat pourrait évoluer selon les espèces hébergées.
• Un même ratio peut répondre aux besoins de tous les organismes vivant dans le même écosystème.
• Certaines informations (invasion d’algues, de cyanobactéries, taux de calcification…) contribuent à délimiter des zones particulières de maintenance. Ne s’agissant pas de science exacte, leurs frontières sont délibérément floues. Il convient de conserver les nutriments dans des rapports raisonnables, et bien évidemment ne jamais l’inverser sous peine d’invasion de cyanobactéries.

• Compte tenu de ce qui a été exprimé auparavant, nous devons interpréter avec prudence.
  • Le diagramme est un moyen de compréhension de l’évolution de l’aquarium vers une situation de déséquilibre.
  • Le diagramme doit être considéré comme une ligne de conduite plutôt qu’une règle absolue, et un moyen de mieux comprendre et maitriser notre maintenance.
  • Une combinaison avec de très faibles taux de nitrates et phosphates est instable et présente plus de risque de cyanobactéries.
  • Il y a plus de risques à tendre vers des carences que des excès.
  • Le diagramme définit des zones (SPS, LPS…) représentant des conditions standard avec moins de risque de dérive. Elles ne signifient pas que les organismes ne peuvent pas vivre en dehors de celles-ci.
  • Les zones attribuées aux coraux limitent le champ d’action pour recentrer un ratio. Par exemple en cas de nitrates élevés et de phosphates faibles, il est fortement déconseillé de remonter le taux de phosphates en dehors de celles-ci. Les nitrates devront être spécifiquement réduits par d’autres voies (bactéries, nourrissage…).
  • Un aquarium prolifère qui ne répond pas au modèle dispose propablement d’autres leviers compensateurs. Nous somes trop ignorants pour les expliquer totalement.
  • Un aquarium en situation de déséquilibre, confronté à des dérives autres que N et P, peut ne pas correspondre au modèle.
  • Un aquarium déséquilibré a peu de chance de retrouver une situation stable en agissant sur les seuls leviers NO₃, PO₄ et leur ratio. Cependant, ces derniers contribueront à retrouver la stabilité attendue dans un plan plus global.

Assurément, Redfield aurait été un bon aquariophile !

En savoir plus

• Effets de la disponibilité en macro- et micro-nutriments sur la physiologie des coraux tropicaux. Alice Blanckaert. Microbiologie et Parasitologie. Sorbonne Université, 2023.

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1. Pourquoi traiter en bain et quels organismes

Indépendamment de la maintenance régulière de l’aquarium, on peut vouloir agir ponctuellement sur un spécimen de corail précis. Le trempage (ang. Dip) du corail infecté en bain annexe permet d’agir vite, sans interférer avec l’aquarium. Un même bain peut également répondre à plusieurs objectifs.

Il est facile de tremper une petite bouture à son arrivée. Ça l’est moins quand le corail a pris du volume dans l’aquarium, et encore moins quand il est fixé au décor. Dans une logique de traitements en bains, il est intéressant de concevoir l’agencement de manière démontable, par exemple avec des roches en éléments facilement retirés et remis en place, des plots simplement enchassés dans le décor…

Les raisons d’un traitement en bain sont diverses, et peuvent impliquer des organismes aux comportements très différents. Un microscope permet de mieux cibler l’organisme à éliminer. Voyons les cas les plus fréquents :

1.1. Traitement préventif d’accueil

Source : Reef Addicts

Il existe des parasites plus ou moins redoutés. Certains sont effectivement si redoutables qu’ils peuvent conduire à l’agonie d’un aquarium et l’abandon définitif du propriétaire. Ce risque important devrait conduire tout aquariophile récifal à réaliser un traitement préventif à l’accueil du corail avant sa mise en quarantaine dans un bac dédié, le temps d’observer son comportement.

1.2. Invasion de parasites

Une invasion peut être récente, sans effet délétère encore perceptible, mais potentiellement cause de stress dont les effets à plus long terme pourraient se traduire par la perte du spécimen.

De nombreux parasites peuvent être observés sur les coraux. On s’intéresse ici, plutôt à ceux qui occasionnent des stress ou des maladies à leurs hôtes :

• Plathelminthes : ces vers plats tels que les turbellariés ou planaires, peuvent agresser les Acropora (ang. AEFW  : Acropora Eating Flatworms) comme le planaire d’Acropora Amakusaplana acroporae. Ils se nourrissent du tissu corallien, provoquant des nécroses visibles sous forme de taches blanches, et peuvent sérieusement affaiblir, voire tuer les colonies infestées. Ces parasites sont difficiles à détecter en raison de leur mimétisme et de leur capacité à se dissimuler sous les branches de corail.
  Certaines espèces de vers plats, Pseudoceros ou Convolutriloba, bien que non considérés comme de véritables parasites, peuvent entraîner la dégradation des tissus de coraux LPS affaiblis.
• Nudibranches : ils se nourrissent du tissu externe des coraux en le grattant. Les signes d’infestation incluent des taches blanches ou décolorées, des zones dénudées ou nécrosées qui dénotent l’affaiblissement des colonies, une baisse de vitalité du corail. On peut observer parfois des œufs sous forme de petites spirales blanches à la surface des coraux. Leur petite taille de quelques millimètres, et leur capacité à se fondre visuellement sur les tissus de leurs hôtes, rendent leur détection difficile.
  On connait Phestilla minor parasite des Montipora (Cf. Coraux durs et invertébrés parasitaires), ceux des Zoanthus et d’autres inféodés aux coraux mous, tels que les Sarcophyton et Sinularia.
• Gastéropodes : les escargots du genre Drupella, sont souvent de petite taille, avec une coquille spiralée de couleur blanche à brune, avec des motifs permettant leur camouflage. Carnivores, ils se nourrissent de tissus de coraux durs Acropora, Montipora, Porites, Pocillopora, voire Fungia. Ils grignottent la surface des coraux avec leur radula, provoquant la décoloration et la dégradation des tissus coralliens. Les coraux deviennent plus vulnérables à d’autres stress ou infections.
• Copépodes : il existe une très grande diversité de copépodes (ang. bug : puces) inféodés à leurs espèces de coraux hôtes, notamment des scléractiniaires (LPS, SPS). Les copépodes en question sont parasites et se développent au dépend de leur hôte, fixés sur le tégument (ectoparasites) par des crochets et/ou ventouse, ou plongés dans les cavités gastrovasculaires (endoparasites). Ils se nourrissent directement ou par l’intermédiaire de pièces buccales qui peuvent s’allonger en trompe suceuse ou piqueuse. Bien moins fréquents que les nudibranches, on en trouve sur les Acropora (red bug, black bug, white bug) tels que Tegastes acroporanus et Alteuthellopsis caorallina et moins fréquemment sur Stylophora, Pocillopora et Seriatopora. Ils s’attaquent aux tissus et aux polypes des coraux hôtes. De petite taille de quelques dixièmes de millimètres, ils sont invisibles à l’œil nu. On détecte leur présence par la décoloration et la perte de tissus source de stress.
• Isopodes et amphipodes : moins communément, certaines espèces parasitent également les coraux.
• Araignée de zoanthus : ce sont des chélicères, proche des araignées, mesurant quelques millimètres, à corps plat segmenté, dotés de quatre paires de pattes. Ils vivent près du littoral. La plupart sont carnivores et mangent éponges, coraux, anémones… aspirant les tissus avec leur trompe ou arrachant des petits morceaux avec leurs pinces chélicères.
• Protozaires : ces microrganismes sont essentiellement des prédateurs opportunistes, profitant de l’affaiblissement induit par une infection bactérienne. Par exemple : Helicostoma nonatum est associé à la maladie de la gelée brune, Pseudomicrothorax à des nécroses et Philaster sp. s’observe dans les nécroses rapides (RTN) des coraux durs.
• Dinoflagellés : ils affectent les coraux par leur présence, certaines espèces libérant des toxines dans leur environnement. L’envahissement est alors global et le bain ne sera pas la solution ultime, seulement un moyen de traiter un corail que l’on souhaite isoler de l’invasion générale.
• Champignons : des aspergiloses, actuellement non observées en aquarium, affectent régulièrement des octocoralliaires dans les Caraïbes, notamment les gorgones Gorgonia flabellum et G. ventalina.
• Polychètes : ces vers annélides (segmentés en anneaux) sont des prédateurs errants. Ils disposent d’une trompe dévaginable pourvue de puissantes mâchoires chitineuses. Leur action prédatrice s’exerce par taraudage, par ingestion de polypes ou encore par perforation des coraux dans lesquels ils creusent des tunnels. Les Hermodice spp. et Eunice spp. bien connu des aquariophiles s’attaquent aux coraux scléractiniaires, aux anémones mais aussi aux octocoralliaires (coraux cuir, nephtéidés…).
• Anémones : par exemple les Aiptasia peuvent proliférer au point de stresser le corail.

Différents parasites des coraux

Copépode d’Acropora de 0,4 mm.

Source : Coral Ever After

Planaire d’acropora Amakusaplana acroporae, peu visible sur les tissus vivants.

Source : Sg Reef Club

Nudibranche de Montipora Phestilla subodiosus, et ses œufs à la lisière des tissus.

Source : Captiv aquatics blog

Araignée de Zoanthus ≈ 3-4 mm.

Source : inconnue

Les escargots Duprella augmentent la pression sur des coraux affaiblis.

Source : theconversation

1.3. Maladies bactériennes

Une infection bactérienne se traduit par des nécroses tissulaires, lentes (STN) ou rapides (RTN), de la geléee brune ou d’autres formes de dégradations (maladie de la bande blanche, bande noire…). Ces infections sont parfois aggravées par des microorganismes.
À l’heure actuelle, nous n’avons pas d’information sur des infections virales.

Les bactéries pathogènes sont le plus souvent le vecteur d’aggravation d’un affaiblissement lié à un stress. Elles se fixent à la surface des cellules hôtes, colonisent, pénètrent les tissus, dégradent les membranes cellulaires, inhibent les cellules immunitaires, se multiplient, produisent des toxines provoquant une inflammation des tissus coralliens et se propagent… La maladie s’est installée.

Des microorganismes opportunistes tels que des protozoaires, Philaster lucinda dans les RTN, amplifient et accélèrent la progression de la maladie au point de devenir virulente et anéantir un massif en quelques heures. Pour cette raison, le traitement par des bactéries probiotiques peut être amélioré par une désinfection préalable des zones lésées.

1.4. Invasions algales

Les algues génèrent des stress par contact des tissus corallien. De plus, dans leur lutte chimique allélopathique pour l’espace, elles libèrent des substances toxiques de nature à agresser le corail et dégrader ses tissus, une autre source de stress qui affecte sa résistance. Les traitements consistent à atteindre les cellules algales, contribuant à leur mort et, par exemple, à nettoyer un support de bouture.

Il peut s’agir d’algues de toutes sortes : des algues vertes filamenteuses, des Valonia incrustées dans la roche, des formes gazonnantes peu accessibles, des algues brunes solidement fixées aux roches…

1.5. Supports malsains

Un support rocheux colonisé par des organismes divers potentiellement concurrents (éponges, Aiptasia, concrétions…) pour rendre au corail un espace sain non stressant.

1.6. Cicatrisation de lésions

Le corail a pu subir un choc, un poisson a peut-être dégradé une zone tissulaire pour y déposer ses œufs, des organismes colonisent l’espace dégagé… Un traitement activera la cicatrisation et pourra contribuer à une reprise plus rapide.

1.7. Revitalisation du corail

Préventivement, des aquariophiles pratiquent des traitements avant qu’un spécimen montre des signes de faiblesse. Le traitement est réalisé à l’arrivée du corail avant sa mise en quarantaine, mais aussi dans le cadre d’un post traitement de désinfection. On peut utiliser des bactéries probiotiques pour renforcer la lutte contre les pathogènes, ainsi que des additifs (oligoéléments, vitamines…) contribuant à renforcer la santé du corail et ses fonctions immunitaires.

2. Produits de traitements

2.1. Composants basiques

L’aquariophile souhaitant connaitre exactement ce qu’il utilise privilégiera des composants de base dont il pourra ajuster les dosages selon ses observations. Le tableau 1 cite quelques produits pour atteindre les buts suivants :

• Déparasitage : ils sont variés et incluent généralement les plathelminthes (vers plats d’Acropora (AEFW), les nudibranches de Montipora, les copépodes d’Acropora rouges et noirs (bugs) et certains protozoaires tels que le cilié Philaster sp. associé aux nécroses rapides (RTN).
• Traitement de nécroses tissulaires (TN) : le traitement peut être désinfectant et agir sur les bactéries pathogènes à l’origine de nécroses tissulaires lentes (STN), la gelée brune sur LPS et d’autre infections liées à des lésions physiques.
• Eradication d’algues : le produit peut agir sur les cellules de nombreuses algues, contribuant à nettoyer le squelette dégarni ou un support de bouture.
• Vitalisant du corail : l’action de désinfection peut traiter curativement les tissus ou préventivement sur les parasites, des bactéries probiotiques peuvent renforcer la lutte contre les pathogènes… améliorant dans tous les cas la santé et la résistance des coraux.

2.2. Formules commerciales

Le commerce propose une grande variété de formules prêtes à l’emploi. Le tableau 2 en cite quelques-unes. Les compositions et les modes d’actions n’étant pas connus, consulter les recommandations de dosages et durées avant tout traitement. Il est essentiel de suivre attentivement les indications pour éviter tout stress excessif ou dommages aux tissus des coraux.

3. Mode opératoire de trempage

3.1. Précautions préalables

Les coraux peuvent être plus ou moins sensibles à certains composants. Si des composants ont largement fait leurs preuves d’autres, notamment ceux issus de plantes, méritent de plus amples confirmations. Dans le doute, il convient de toujours rester prudent et de procéder par étapes :

• Tester sur des échantillons du corail.
• Commencer avec des concentrations faibles.
• Augmenter les doses progressivement.
• Surveiller la réaction du corail.
• Limiter la durée du bain (en général de 3 à 10 minutes) sauf indications approuvées.

3.2. Consignes de sécurité

• Réaliser les bains à l’écart de l’aquarium ou du bac de quarantaine.
• Ne pas verser le bain dans l’aquarium en cas de doute.
• Ne pas ingérer les produits.
• Se protéger des projections (yeux, muqueuses…).
• Tenir et stocker à l’écart des enfants.
• Ne pas réutiliser la solution. Son principe actif a diminué et pour ne pas polluer.

3.3. Réalisation d’un bain désinfectant ou revitalisant

Source : Reef Addicts

1. Pré-nettoyage : préalablement, au-dessus ou dans un récipient rempli d’eau de l’aquarium, retirer tous les macroorganismes qui seraient indésirables (ex. algues, vers…), de quelconque manière (scalpel, brossette, cure-dent…).
2. Prélever l’eau de l’aquarium : dans le récipient propre destinée au bain de traitement.
3. Doser la solution : incorporer le produit dans le bain au ratio adéquat ci-après, puis homogénéiser.
4. Tremper le corail : totalement dans la solution.
5. Surveiller : le comportement du corail, contraction des polypes, dégagement de bulles…
6. Nettoyer : les zones inaccessibles des tissus avec une pipette, et les supports rocheux à la brossette.
7. Durée du bain : selon le produit de traitement ci-après.
8. Rincer le corail à l’eau de mer propre issue de l’aquarium, l’agiter légèrement pour éliminer tout résidu chimique de produit.
9. Traitement probiotique : compléter éventuellement par un traitement avec des bactéries probiotiques.
10. Replacer le corail dans le bac principal ou le bac de quarantaine afin de poursuivre l’observation et, si besoin, le traitement.

3.4. Réalisation d’un bain probiotique

Le bain probiotique augmente les chances pour les bactéries d’atteindre le corail et de se fixer dessus. Après avoir introduit les bactéries, immerger le spécimen, idéalement durant au moins 6 heures le
temps que les bactéries s’installent sur le corail et dans sa cavité gastrique. Le bain peut consister en une culture préalable de bactéries multipliées selon le protocole détaillé dans l’article Traitement probiotique de nécroses coralliennes.

4. Produits de trempage en bains

4.1. Chlorure de potassium KCl

Ce traitement s’est développé ces dernières années dans le monde récifal après des expérimentations scientifiques et des témoignages positifs. Il combine efficacité et sureté, sans présenter de grand risque pour les coraux. Une étude (1) très récente témoigne de l’efficacité de bains à 1,5 % (15 g/l) pour éradiquer en 90 secondes, sur Goniopora, le cilié (Philaster lucinda) responsable de RTN. À concentration identique, elle révèle la même efficacité que l’eau oxygénée, sans l’agressivité de cette dernière. Par ailleurs une autre étude (2) montre un champ plus large d’actions de KCl par rapport à NaCl face aux bactéries pathogènes observées dans la préservation d’aliments. À l’achat, on choisira un produit de pureté 99 %. Notons que Polylab Reef Primer coral dip utilise des sels de potassium.

Ce traitement s’avère plus efficace avec un spectre plus large et moins risqué que l’insecticide Bayer Advanced Insect Killer parfois préconisé outre-Atlantique contre les copépodes, mais à l’usage controversé. Je n’en dirai pas plus.

Protocole :

• Traitement de parasites : bain de 5 mn à 4 g/l (soit 0,4% ou 4000 mg/l). Les coraux les plus sensibles (Acropora lisses, LPS) sont préservés. Ce dosage recommandé est efficace contre les plathelminthes, vers plats d’Acropora (AEFW), nudibranches et planaires. Les microcrustacés tels que les copépodes parasites d’Acropora (red bug, black bug et white bug), semble nécessiter une concentration plus élevée 5 mn à 10 g/l en renouvelant les bains tous les 3 à 5 jours durant plusieurs semaines.
  Par contre il n’affecte pas les oeufs des parasites. Pour les éradiquer, il est nécessaire de couper les branches dans une zone saine avant traitement, ou bien recommencer le traitement toutes les semaines durant 8 semaines.
• Traitement des TN : bain de 5 mn à 15 g/l. Les coraux ne sont pas affectés par ce dosage plus important. D’ailleurs, Polylab préconise d’utiliser le Reef Primer coral dip contenant des sels de potassium, à une concentration de 12 g/l en bain de 5 mn.

4.2. Bétadine

La Bétadine (flacon jaune) est une solution de povidone iodée à 10 % dans de l’eau (soit 1 % d’iode libre actif). La povidone est un polymère qui libère progressivement l’iode, réduisant ainsi son caractère irritant et prolongeant son action antiseptique. Le large spectre de cet antiseptique la rend plus efficace que d’autres formes d’iode. Agent oxydant elle agit sur les membranes cellulaires des microorganismes, entraînant leur mort.

La bétadine a largement fait ses preuves pour désinfecter le tissu du corail et stopper la propagation d’infections bactériennes, voire des champignons, des virus, des protozoaires causes de RTN, et d’autres microorganismes. Son action rapide permet de traiter dans l’urgence des coraux fragilisés. De part sa composition, la bétadine adhère bien aux tissus du corail durant le bain, augmentant son efficacité antiseptique sur les zones infectées. Cependant elle peut être irritante pour certains coraux délicats. Il convient de l’utiliser avec parcimonie notamment sur les coraux aux tissus peu épais (coraux durs SPS). Le commerce propose des compositions iodées telles que Seachem Reef Dip, Tropic Marin Pro Coral Cure prêtes à l’emploi.

Protocole : La bétadine 10 % s’utilise en dosage 5 à 10 ml/l d’eau issue de l’aquarium (0,5 à 1 %), en bain de 5 à 10 minutes. Dans un cadre curatif, on préconise de suivre ce traitement par un bain de probiotiques pour maximiser les chances de guérison et le rétablissement rapide.

4.3. Lugol

Il s’agit d’une solution d’iode et d’iodure de potassium dans l’eau. De concentration plus élevée que la bétadine, et sous forme libre, son action est plus rapide et puissante que celle de la bétadine. Mais plus irritant, il peut endommager les tissus si utilisé à des concentrations élevées ou de manière prolongée. Le Lugol est utilisé pour ses propriétés antiseptiques contre les bactéries, les algues indésirables et potentiellement, certains les protozoaires. Les effets à long terme des traitements ne sont pas bien connus. Une étude (7) a cependant déterminé que le lugol n’a pas d’effet néfaste sur la croissance corallienne.

Il existe des solutions commerciales prêtes à l’emploi, mais aux concentrations variées. Il faut s’en tenir aux recommandations du fabricant pour son produit.

Préparation du lugol

Dans le cadre d’une prophylaxie, on utilise généralement une concentration à 5 %. C’est à dire 100 millilitre d’eau osmosée, 10 grammes d’iodure de potassium KI et 5 grammes de diiode I2 en cristaux.

Étapes de la préparation

1. Verser environ 30 ml d’eau distillée dans la bouteille en verre ou plastique (PP, PET…) opaque, pour préserver sa stabilité.
2. Introduire 10 gramme d’iodure de potassium et agiter pour dissoudre. L’iodure de potassium aidera l’iode à se dissoudre dans l’eau.
3. Ajoutez 5 g de diiode I2 en cristaux dans la solution.
4. Compléter avec le reste de l’eau distillée jusqu’à atteindre 100 ml et mélanger doucement jusqu’à dissolution complète.
5. Stocker la solution dans un endroit sombre et frais.

Protocole : 5 à 10 gouttes de Lugol par litre d’eau de mer en bain de 5 à 15 minutes. Surveiller l’action sur le corail. S’il s’éclaircit, stopper immédiatement. Réaliser un seul bain pour une prophylaxie avant l’introduction d’un nouveau corail. En cas d’infection, selon la gravité renouveler le bain une à deux fois par semaine. Les coraux mous et certaines espèces de SPS comme les Acropora sont particulièrement sensibles. ⚠️ ne pas dépasser la durée recommandée et éviter les bains fréquents.

4.4. Eau oxygénée

L’eau oxygénée est depuis longtemps utilisée pour aseptiser et désintégrer la matière organique. Tout est question de concentration. A très faible dosage elle permet de désinfecter les tissus d’un corail. A plus forte concentration elle agit sur des microorganismes, voire des parasites plus grands. On peut ainsi traiter un support avec son corail pour éliminer les algues, et avec elles la microfaune en place. Inutile de rappeler que l’usage du peroxyde d’hydrogène H₂O₂ peut être agressif (pour l’homme et les organismes), et se réalise en suivant scrupuleusement les consignes d’utilisation.

L’article Peroxyde d'hydrogène en aquariophilie récifale permet de mieux comprendre et d’appréhender ce produit si décrié. Il précise les protocoles notamment les durées et les dosages avec H₂O₂ 10 vol (3%) dilué avec l’eau issue de l’aquarium selon l’usage souhaité. Appliquer strictement les préconisations selon le cas d’utilisation.

Protocole de base :

• Coraux peu résistants (Acropora…) ≈ 10 ml/l durant 5 mn.
• Coraux moyennement résistants et leurs supports (algues…)  ≈ 100 ml /l durant 5 mn.

4.5. Extraits naturels de végétaux

Certains extraits naturels de plantes, de feuilles, de fruits, d’agrumes… sont utilisés lors de traitements en bain ou dans l’aquarium, principalement pour leurs propriétés antimicrobiennes, antifongiques et antiparasitaires. Peu utilisés en aquariophilie récifale, les méthodes sont encore confidentielles, avec des effets généralement moins radicaux que des traitements antibiotiques ou chimiques agressifs. Cependant, elles offrent une alternative pour traiter les coraux de manière douce et naturelle. D’ailleurs certaines marques aquariophiles en commercialisent déjà.

Certains composants de ces extraits naturels s’avèrent très actifs. Compte tenu du manque de recul, la prudence s’impose et il convient particulièrement ici de respecter les précautions préalables et les consignes de sécurité évoquées ci-dessus. Parmi ces extraits végétaux on peut trouver :

• Hamamélis (Hamamelis virginiana) : c’est une plante connue pour ses propriétés astringentes, antibactériennes, anti-inflammatoires et antioxydantes, grâce à des composés actifs comme les tanins, les flavonoïdes et l’acide gallique. En aquariophilie récifale, l’hamamélis est employé pour des traitements de bain doux destinés aux coraux. Son utilisation spécifique pour traiter les parasites ou les infections coralliennes est peu documentée.
  Protocole : l’hamamélis s’utilise aux US en bain de 30 mn dans 10 ml/l; Ce dosage est établi spécifiquement avec le produit TN Dickinsons, Wich Hazel Astringent étiquette bleue, un distillat d’hamamélis pur à 14 % d’alcool. Tout autre produit impose de confirmer ces préconisations.
• Extrait de pépins de pamplemousse (Citrus paradisi) : Antibactérien, antifongique, antiviral et antioxydant. Il contient des composés bioactifs comme la naringine et la limonine, efficaces contre certains types de bactéries et de champignons. Il est plutôt utilisé comme désinfectant en traitement d’accueil des boutures.
  Protocole : ajouter1 à 2 gouttes pour 1 litre issue de l’eau du bac pour un bain d’environ 5 à 10 minutes.
• Extrait de thym (Thymus vulgaris) : Le thym contient des composés antimicrobiens puissants, notamment le thymol et le carvacrol, efficaces contre les pathogènes et certains parasites.
  Protocole : Une faible concentration est conseillée soit 1 à 2 gouttes par litre d’eau de mer durant quelques minutes.
• Huile essentielle d’arbre à thé (Melaleuca alternifolia) : l’huile de tea tree, réputée pour ses propriétés antiseptiques et antifongiques, permet de lutter contre les infections bactériennes et fongiques.
  Protocole : En très faible dose 1 à 2 gouttes pour 1 litre d’eau de mer en bain de 5 minutes.
• Extraits végétaux divers : l’aquariophilie récifale a très tôt été attentive aux traitements à base de produits naturels et s’appuie sur les pratiques avancées en aquacultuire. C’est le cas de l’huile essentielle d’arbre à thé. Dautres composés sont testés de manière plus ou moins confidentielle sur les coraux. Citons l’algue brune (Ascophyllum nodosum) riche en composés bioactifs immunostimulants, l’eugenol extrait principalement du clou de girofle (Syzygium aromaticum) pour ses propriétés antiseptiques, analgésiques et anti-inflammatoires, des composés de l’Aloe vera pour leurs propriétés anti-inflammatoires et cicatrisantes et l’extrait de neem, un arbre originaire d’Inde Azadirachta indica, pour contrôler les infections bactériennes et fongiques et immunostimulant. Certains de ces produits ne peuvent être utilisés de manière inconsidérée. Très actifs, il sont dosés à la goutte près. Nombre d’autres extraits ont également été testés (extrait de pépin de raisin, jus d’ail…) moins efficaces ou sans effet.

4.6 Bactéries probiotiques

L’utilisation des bactéries probiotiques, bénéfiques en de nombreux aspects pour le corail, est en général réalisé en soutien d’un premier traitement destiné à éradiquer ou réduire des parasites opportunistes et désinfecter les plaies. Les bactéries viennent ensuite dans le cadre de la reconstruction des tissus, les défenses immunitaires, et l’occupation du terrain occupé par les pathogènes.

Protocole : Ce sujet est largement abordé dans l’article Traitement probiotique de nécroses coralliennes. On y trouvera tous les détails relatifs aux produits utilisés tels que Microbe lift Special Blend ; Prodibio Biodigest ; Tropic Marin Nitribiotic… le protocole et les dosages

4.7. Acides aminés, vitamines et oligoéléments

De la même manière que les bactéries, ces éléments servent au métabolisme du corail, notamment à la reconstruction tissulaire. Il est intéressant de tremper les coraux dans un bain concentré de manière à assurer la disponibilité des éléments au corail lui-même. Il s’agit de produit commerciaux tels que: Red Sea Coral Colors, Brightwell Aquatics Coral Amino et Replenish, Tropic Marin A- Elements et K+ Elements.

4.8. Permanganate de potassium KMnO₄

Le permanganate de potassium a été testé contre les nudibranches de Montipora par Eric Borneman (4).

Protocole : Eric Borneman relate l’éradication en un seul traitement, des adultes et des œufs en bain de 2 h maximum (voire moins) dans 50 mg/l. Le corail brunit mais retrouve sa couleur d’origine quelques heures plus tard.

4.9. Méthode KFC

Ce traitement décrit par Kung Fu Corals (5), utilisé pour traiter des Euphyllia s’avère relativement lourd. Il exploite les conclusions d’études utilisant des antibiotiques pour traiter des cas de nécroses tissulaires sur des SPS en le complétant par d’autres actions. Il est d’autant plus complexe que les antibiotiques cités ne sont délivrés en France que sur ordonnance médicale.

Protocole : La méthode se déploie en plusieurs étapes : désinfection du corail dans un bain de peroxyde d’hydrogène H₂O₂ 3% (10V). KFC préconise 5-10 mn à 8-10 ml/l (0,8 à 1 %), suivi d’un second bain de 2 à 6 heures contenant des antibiotiques (amoxicilline, ciprofloxacine), désinfectant (lugol) et un antioxydant (Chemiclean), en terminant par une seconde désinfection similaire à la première. Ne sachant pas retranscrire clairement ce protocole, par ailleurs susceptible d’évoluer, je laisse le soin de consulter le site.

Bons traitements, beaux coraux !

En savoir plus

1. Effects of Ciliate Infection on the Activities of Two Antioxidant Enzymes (SOD and CAT) in Captive Coral (Goniopora columna) and Evaluation of Drug Therapy
2. Growth and Cell Morphology of Listeria monocytogenes as Affected by Various Concentrations of NaCl and KCl
3. Ciliate and bacterial communities associated with White Syndrome and Brown Band Disease in reef-building corals
4. Two Potential Molluscicides Useful Against Pest Aeolid Nudibranchs Common on Species of Montipora in Aquariums – Eric Borneman – Reefkeeping.com
5. The KFC Dip – A game changer in keeping healthy Euphyllia
6. Effects of Disease Treatments on Captive Coral Health
7. Common aquarium antiseptics do not cause long-term shifts in coral microbiota but may impact coral growth rates

Images liées:

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1. Cahier des charges

La technologie LED s’impose, compte tenu de ses avantages :  efficacité énergétique, longévité, cout de maintenance, légèreté, encombrement, personnalisation…)

• Besoin des coraux
  • Spectre lumineux : celui nécessaire à la photosynthèse soit le Rayonnement Photo-synthétiquement Actif (PAR)
  • Densité photonique et spectre : pour un biotope représentant la pente récifale, depuis des fonds de 15 mètres à la crête récifale, pour une population de coraux mous (octocoralliaires) aux dur (SPS, LPS)
  • Eclairage temporaire excitant la fluorescence des coraux.
  • Lune : éclairage lunaire pour la tranquillité des poissons la nuit
  • UV : pour exciter des pigments particuliers
• Besoins de l’aquarium
  • Adapté aux dimensions : 180 x 90 x 65 cm (1000 litres).
  • Notamment sa hauteur 65 cm et 63 cm de profondeur d’eau.
• Besoins de l’aquariophile
  • Pratique :
    • Réglable en hauteur pour ajuster la hauteur de la source de lumière, introduire de gros volumes (PV, piège à poisson…).
    • N’encombrant pas les accès au quotidien (nettoyage, interventions).
    • N’éclairant pas en dehors de l’aquarium et les vitres le moins possible.
• Pilotable à distance (Smartphone).
• Réglage des lumières :
  • Ensemble de la rampe : la photopériode avec variation possible de l’éclairement au changement de journée.
  • Localement : orientation de la source de lumière, spectre et puissance lumineuse avec une marge supérieure de réglage pour tenir compte des inconnues.
• Sécurité électrique : éclairage si dysfonctionnement sur le réseau d’habitation.
• Esthétique : pas trop massive comparativement aux anciens HQI, dans l’esprit du meuble de l’aquarium, sans câble visible issu du plafond ou d’ailleurs.

2. Conception et choix techniques

2.1. Production de lumière

Les simulations de puissance, spectre lumineux et répartition ont été réalisées avec les géniaux modules de calcul d’éclairage Angles, Led wizard et Cree power RV Reef tool.

Répartition de l’éclairage

10 spots paraissent un compromis pour éclairer toute la surface (figure 1) à moindre coût et complexité, tout en conservant une lumière pas trop diffuse, de type rayons du soleil. Un éclairage par spot permet de proposer une lumière adaptée en puissance et spectre bleu/blanc sur sa zone éclairée. Les spots sont légèrement inclinés vers l’intérieur (figure 2) pour ne pas éclairer inutilement l’extérieur, ni les raidisseurs et peu les vitres.

Spectre lumineux

L’objectif de simuler une profondeur jusqu’à 15 mètres en mer correspond à une température de couleur réglable de 6500 à 20000K. La simulation oriente vers un mélange de LED blanc froid 6500K et bleu 450 nm. La profondeur moyenne 6 mètres correspond à une température de couleur 12000 K soit une proportion 60% de bleu et 40% de blanc comme le montre la figure 4. Ce spectre couvre l’étendue des longueurs d’ondes nécessaires à la photosynthèse (PAR) de 400 nm bleu à 700 nm rouge (figure 3), et à l’excitation des divers pigments notamment pour faire la ressortir la fluorescence. Le choix de conserver un spectre étendu et non pas spécifiquement très bleu est également motivé par le fait que des invertébrés, autres que les coraux photosynthétiques, ont peut-être des exigences différentes. J’ai tenté de simuler l’éclairement du soleil dans la profondeur souhaitée.

Quantité de lumière

Pour répondre à l’ensemble des coraux hébergés l’objectif de densité de Flux Photonique Photosynthétique (PPFD) est fixé à 100 µmol/s/m² dans les parties basses, à 500 µmol/s/m² à la surface. Compte tenu d’une marge de 20 % intégrant les incertitudes diverses, l’objectif est théoriquement atteint avec 10 spots de 60 W et donc une rampe de 600 W. Pour ce, les LED sont choisies pour fonctionner à une puissance électrique de 3 W comme on le verra.
Soyons clairs, le PPFD ne représente que la densité de photons et en rien l’énergie reçue par les organismes, laquelle dépend aussi de la longueur d’onde du photon considéré. Observons la figure 4. La surface cumulée des courbes 1 et 2 représente la couverture photonique du canal blanc. La surface 6, celle du canal bleu. Cette dernière est certes moins importante mais elle concerne les ondes bleues plus énergétiques. Il est fort probable que tout mesuré, la production d’énergie soit finalement très similaire entre le canal bleu à 100 % et le blanc à 100 %.

Choix des caractéristiques de la lumière

2.2. Composants de l’éclairage principal (spots)

Multiships

Cette puissance aurait pu être obtenue avec 200 LED unitaires avec le double de soudures et un enchevêtrement de fils. Ca tombe bien, le désir de réaliser des spots permet d’utiliser des assemblages de puces (chips) : les multichips. Pour un meilleur mixage des couleurs, chaque spot délivrera les couleurs blanche et bleue. Le multichip 60 W sera donc constitué de 2 lignes pilotées indépendamment l’une de l’autre, chacune de 10 LED de 3W. Soit une source de 30 W bleu et une autre de 30 W blanc. Le multichip est donc constitué de 20 puces LED réparties spécifiquement (figure 5). N’étant pas disponible sur le marché européen, notre ami Ali a bien voulu m’en réaliser sur mesure (figure 5). Ouf, je vois qu’à la rédaction de cet article le tarif a pris 30 % en 3 ans !
Les puces sont des Cree XPG3 6500K (blanc) et Cree XTE Royal blue 450nm (bleu). La tension mini. de déclenchement d’une puce est environ 3 volts. Ces références acceptent un courant de 1,5 ampère elles fournissent alors environ 4,7 watts. Mais je les utiliserai en deçà de leurs possibilités, soit avec un courant 1 A. Elles produiront alors chacune une puissance de 3 W, soit 60 Watt par spot. Le compte est bon.

Refroidissement

Un tel assemblage de 20 puces chauffe énormément, d’autant plus qu’elles sont rapprochées. La chaleur dégagée à leur base doit être évacuée rapidement au moyen d’un dissipateur. Le dimensionnement du dissipateur se calcule selon qu’il s’agit d’un modèle passif ou refroidi par un ventilateur (ventirad). N’ayant pas assez de recul sur les derniers modèles performants, passifs, à aiguilles, j’ai opté pour des Ventirad 80x68x40 (figure 7) adaptés à ces puissances. Le ventilateur assez bruyant a été remplacé par un modèle plus silencieux Arctic F8 PWM (figure 8) 12V, 0,3 Sone, 22,5 dB, 80 mm, 2000 t/mn, 47m3/h, environ 0,2 A. Et PWM, c’est à dire avec un fil supplémentaire pour les dimmer (varier la puissance) par microprocesseur.

Optique

Lors des premiers tests, les lentilles de 40 mm de piètre qualité s’avèrent générer des distorsions lumineuses. Je les ai remplacées par de plus grandes lentilles 67 mm 90°. L’angle de diffusion est un point important : trop petit il peut générer des points chauds et brûler les coraux. Trop grand on perd l’effet spot. 90° s’avère un minimum pour obtenir certaine diffusion. Les mesures au quantum-mètre on révélé un faisceau "spot" plus directif que souhaité. En effet, les mesures de la PPFD entre deux sources d’éclairage diminuent assez vite. Aujourd’hui je viserais probablement 120°.

Alimentation électrique

Par sécurité, les canaux (bleu et blancs) de l’éclairage sont répartis sur deux alimentations, elles même sur deux lignes indépendantes avec chacune un disjoncteur modulaire 10A dédié et des interrupteurs différentiels 30 mA. Le montant métallique est relié à la terre. La conception de la rampe interdit sa chute dans l’eau de l’aquarium.

La tension d’alimentation de chaque puce est cruciale. Elle doit être juste suffisante pour atteindre le seuil de déclenchement de la puce en dessous duquel elle ne s’allume pas, et ne pas trop s’en éloigner sous peine de destruction rapide. La marge est très faible, aussi il est d’usage de réguler le courant plutôt que la tension. On choisit donc des alimentations à courant constant.
Chaque alimentation sert 10 canaux, chacun sous 3 volts. C’est à dire 30 volts auxquels il faut ajouter 10 % pour compenser les pertes du circuit (longueur des câbles…), soit 33 volts. Chaque canal est constitué de 10 puces LED auxquelles il faut fournir 1 ampère, soit 10 ampères. Mon choix se porte sur deux alimentations 36V 10A 360W (figure 10) ventilées, à courant constant. Ces alimentations proposent une vis pour un léger réglage de la tension que l’on peut ajuster à 33 V en cours de fonctionnement. Plutôt que des modèles haut de gamme, je choisis des références asiatiques cinq fois moins chères, je peux ainsi acquérir un modèle supplémentaire pour réagir instantanément en cas de panne. Avec le recul ce choix s’avère satisfaisant. Le ventilateur de refroidissement de ce type d’alimentation est cependant bruyant, il convient de les déporter dans un local technique à un emplacement aéré. Simple prise de précaution, j’ai rajouté un ventilateur de PC 12 V sur programmateur pour mieux les aérer en période estivale.

L’alimentation délivre certes un courant constant de 10 A, mais il se répartit sur 10 lignes de 1 A. Pour les raisons ci-dessus le courant de 1 A doit lui aussi être régulé. Pour ce, on utilise un driver 1000 mA. Comme il me permettra de piloter la puissance des spots et qu’il sera soudé sur une carte, je choisis le modèle driver Meanwell LDD 1000H (figure 11) dimmable en PWM par µprocesseur avec cosses soudable.

Choix des composants.

2.3. Lignes lune et UV

Deux lignes supplémentaires sont dédiées aux UV et à l’éclairage lunaire. Les LED UV 420 nm 3W et les LED bleues 450 nm (figure 12) sont toutes deux pilotées en puissance sur sortie PWM de l’Arduino. Elles sont basées sur le même principe de calcul, avec des alimentations édaptées. Les choix et le câblage sont détaillés dans le schéma électrique (figure 22).

3. Réalisation de la rampe

3.1. Support de rampe

Le support est réalisé en tubes carrés soudés en deux parties. La partie supérieure en tube 30 mm soutient la galerie. La partie inférieure consiste en 2 tubes de 40 mm, fixés par des pattes soudées, sur les pieds du meuble, dans lesquels coulissent les montants verticaux de la partie supérieure. Des goupilles insérées dans les perçages des montants, tous les 5  cm, déterminent la hauteur de la galerie. Le support est percé de deux lumières d’entrée et de sortie des câbles électriques circulant dans les tubes. Le métal est protégé par deux couches de peinture antirouille.

Eléments du support de rampe

3.2. Galerie d’éclairage

Il s’agit d’un coffre, ouvert en partie haute pour une meilleure aération, fixé sur le cadre horizontal métallique. Ses dimensions sont inférieures de 10 cm à celles de l’aquarium pour un accès plus facile au quotidien. La partie inférieure en contreplaque 8 mm est percée de 10 trous destinés au passage des spots.

3.3. Spots

Les multiships sont appliqués sur les dissipateurs avec un intercalaire de pâte thermique, conductrice. Par sécurité, j’ai préféré les visser plutôt qu’un collage moins fiable dans la durée. Les spots sont constitués de carters imprimés en 3D, légèrement inclinés de 17° vers l’intérieur du volume d’eau, dans lequel viennent se positionner les ensembles ventirads et optiques

Eléments du support de rampe

4. Automatisation de l’éclairage

4.1. Composants

L’automatisation s’appuie essentiellement sur des modules électroniques et une application pour l’interface opérateur/rampe :

• Carte µprocesseur : Arduino Mega 2560 pour ses nombreuses entrées et sorties et les diverses fonctions de pilotage, communication, gestion du temps…
• Module Wifi ESP-01 : pour les communications Wifi entre la rampe et un Smartphone
• Module horloge DS3232RTC : de mémorisation du temps.
• Thermocouple K : dans l’impossibilité de mesurer une température représentative au plus proche du multiships, le module thermocouple K a été remplacé par une gestion en fonction de la puissance lumineuse.
• App. Virtuino 6 : une application pour Android et IOS permettant la création d’écrans, l’interface de communication opérateur/rampe, et les protocoles de communication avec le processeur.

4.2. Programme et paramétrages

La programmation du microprocesseur Arduino utilise le langage Arduino basé sur C++. L’ensemble des programmes est disponible dans le dossier AquaEclairage.zip. Le code permet d’adapter de nombreuses variables personnelles dont l’adresse et le mot de passe box Wifi.

Le programme permet les fonctions suivantes :

• Photopériode : paramétrage de 4 temps déterminant deux variations de puissance (augmentation et baisse de lumière) et deux plateaux (maxi et mini). Les variations sont possibles lors d’un changement de journée.
• Puissance (0-100%) et spectre (bleu-blanc) des spots : réglage de la puissance sur chaque canal (bleu/blanc), par paire de spot (5 paires de gauche à droite de la rampe).
• Refroidissement : paramétrage de l’éclairage mini déterminant la mise en route des ventilateurs et maxi pour la marche forcée.
• Modes : arrêt, manuel, pour des besoins spécifiques (observer, photographier), réglages (paramètres) et automatique (programme).
• Modes de communication : deux écrans via l’app. Virtuino 6. Un écran de paramétrage permet la programmation et les modes de mise à jour du programme (reset ou usine). Un écran de visualisation affiche les paramètres sélectionnés et la situation de certaines fonctions.
• Sauvegardes des paramètres actuels. Réinitialisation des paramètres opérateur (reset) ou par défaut (usine).
• Mise à l’heure : par connexion quotidienne avec un serveur de temps.
• Décalage fuseau horaire et heure d’été. : calculés selon la date et l’heure actuelle.
• Relance automatique après rupture du courant, avec les paramètres sauvegardés.

Ecrans de communication

5. Câblage électrique

5.1. Schéma de câblage

Le schéma suivant détaille les connexions des alimentations électriques et des modules électroniques.

5.2. Réalisation du câblage

Le câblage est un moment important. Il s’agit de produire une rampe qui fonctionne sans problème dans la durée. Il y a cent manières de réaliser un câblage, chacun choisit ses modes de connexions (vis, sertissage, soudure…) selon qu’il veut pouvoir démonter rapidement ou pas. Le bricoleur sait l’importance de réaliser de bonnes soudures. Une mauvaise soudure juste collée peut représenter des heures de recherche de panne quelques mois plus tard. Le fer à souder doit être adapté à la taille des éléments à souder (fil, composants…). Le stylo décapant facilite grandement le flux et l’adhérence. Tester chaque soudure mécaniquement et électriquement. Les composants en courant continu imposent des raccordements directionnels entrée + / sortie -. C’est bien entendu le cas des leds.

Assemblage de la galerie

6. Utilisation

Apparence, réglages, manipulations… correspondent à mes attentes. Les optiques s’essuient facilement, deux à trois fois par an. En 3 ans de fonctionnement j’ai dû déplorer une panne d’alimentation vite remplacée, et un faux contact : une soudure imparfaite qui me conduit à donner le conseil de toujours tester les soudures, électriquement et mécaniquement. Mon seul regret serait de ne pas avoir envisagé plus la solution de dissipateurs passifs. Certes, la vitesse des ventilateurs s’ajuste selon la puissance d’éclairage et ils sont souvent inaudibles, mais au plus fort de l’éclairement j’ai du mal à les oublier dans le calme de la maison.

Le principe de réglage indépendant des spots permet d’ajuster la puissance selon les zones et les coraux. J’avais prévu 20 % de marge. Les relevés au quantum mètre m’ont conduit à abaisser les puissances à 80 % du maxi. Le logiciel de simulation s’avère donc un excellent outil. de conception.

Indépendamment d’un budget plus réduit (le coût de cet éclairage 600 W est 600 € plus 150 € pour la potence), un système DIY est plus facile à dépanner. Si besoin, il permet d’ajouter ou de faire évoluer les sources de lumière. Certes, cela nécessite un investissement en temps et l’acquisition de connaissances qui font défaut. Bricoler s’avère toutefois un bon moyen d’étendre ses compétences.

Cette réalisation inspirera-t-elle peut-être un bricoleur ? Bon courage pour votre réalisation.

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1. Les bactéries

Les bactéries font partie des premières formes de vie sur Terre. Omniprésentes dans presque tous les environnements, de l’air à la terre, en passant par l’eau douce et marine, et même à l’intérieur des organismes vivants, elles ont une importance considérable dans les cycles biogéochimiques comme le cycle du carbone et la fixation de l’azote de l’atmosphère.

1.1. Description

Source : Khan Academy

Ces micro-organismes (figure 1), de l’ordre de 0,1 à 50 micromètres, unicellulaires, appartiennent au règne des procaryotes, donc sans noyau défini ni organites membraneux, ce qui les distingue de tous les autres organismes.

Les cellules se présentent sous plusieurs formes : sphérique, les coques ou cocci (cyanobactéries Synechococcus, Prochlorococcus) ; allongée ou en bâtonnet, les bacilles (Bacillus, Nitrosomas, Vibrio) ; spiralée, les spirilles ou spirochètes (Oceanospirillum, Helicobacter). Une membrane plasmique entoure la cellule et régule les échanges avec l’extérieur. Comme pour les cellules végétales, la membrane est parfois enveloppée d’une capsule protectrice plus ou moins épaisse dont la structure permet de différencier les bactéries Gram positif (à paroi épaisse) des bactéries Gram négatif (à paroi fine). A l’intérieur de la cellule flotte le matériel génétique, formé par un seul chromosome (molécule) d’ADN libre, enchevêtré en cercle, et refermé sur lui-même, ainsi que diverses molécules vitales.

Formes des bactéries.

Source : Biomérieux

1.2. Particularités

Source : Naturebiotechnology

• Mobilité : parfois immobiles, certaines espèces disposent de flagelles, de longs filaments fins dépassant de la surface cellulaire, qui permettent leur locomotion. On observe aussi des structures filamenteuses courtes, les fimbriae, utilisées pour l’adhérence aux surfaces ou pour l’échange de matériel génétique entre bactéries.

• Nutrition : Les bactéries interviennent dans divers processus et, selon les situations et les espèces, peuvent exploiter des nutriments organiques (déchets, nourriture), des composés azotés (ammoniac, nitrites, nitrates, voire directement l’azote dissout), des composés carbonés (sucres, acides organiques : AA, acides gras), CO₂, O₂, des sulfates, des composés inorganiques (carbonates, phosphates…), des oligoéléments et même des métaux lourds.
  Leurs modes de nutrition variés contribuent au brassage continuel de la matière entre les sol, leur milieu et les autres êtres vivants.
• Sources d’énergie (figure 2) : certaines bactéries phototrophes, captent l’énergie lumineuse, d’autres chimiotrophes, utilisent celle contenue dans des substances minérales ou des molécules organiques issues d’êtres vivants.
• Oxygène : on caractérise les bactéries selon leurs besoins en oxygène pour vivre et se multiplier. Elles sont dites aérobies strictes lorsqu’il leur est indispensable, et anaérobies strictes quand elles n’en ont pas besoin ou ne supportent pas sa présence. D’autres sont aéro-anaérobies facultatives lorsqu’elles vivent et se multiplient avec ou sans oxygène.
• Résistance : Il s’agit de la forme de vie la plus résistante que l’on connaisse. Les bactéries résistent à des températures de 100 °C, à certains désinfectants, aux rayonnements ultraviolets et plutôt bien aux UV-C, mais sont détruites par les rayonnements ionisants. Lorsque les conditions environnementales sont difficiles (sécheresse excessive, manque de nutriments…), certaines espèces entrent en dormance et produisent des spores, une forme naturelle, inactive. Chaque spore germe en une bactérie active lorsque les conditions redeviennent favorables.
• Communautés : Elles vivent en communautés, adhérant le plus souvent à des surfaces au sein d’un gel muqueux, le biofilm.
• Reproduction : Les bactéries se reproduisent rapidement principalement de manière asexuée, par scissiparité, un processus simple dans lequel une cellule se divise en deux cellules filles identiques. La division peut avoir lieu toutes les 20 minutes. C’est à dire potentiellement 500 000 nouvelles cellules après 6 h. Un tel rythme explique la fulgurance des maladies bactériennes. Elles peuvent également échanger du matériel génétique (conjugaison) pour brasser leurs gènes.
• Nombreuses : Le nombre d’espèces dans les océans dépasse très probablement le million. On compte environ 10 millions de bactéries par millilitre d’eau de mer dans les zones côtières. Si le bactérioplancton joue un rôle crucial dans les océans, tout autant que le phytoplancton et de manière complémentaire, on sous estime probablement son impact dans la nutrition de nombreux organismes marins.
• Nocivité : La plupart des bactéries n’attaquent que la matière organique morte et sont inoffensives voire bénéfiques pour les organismes. Un petit nombre d’espèces est pathogène, à l’origine de maladies infectieuses.

2. Rôles des bactéries en aquarium

Un aquarium sain et stable pour les poissons, les coraux, et les autres habitants contient probablement des bactéries variées et en quantité suffisante pour assurer leurs fonctions. Voyons leurs différents rôles :

2.1. Rôles relatifs à la maintenance de l’aquarium

Cycle de l’azote : (figure 3) les bactéries réalisent une filtration biologique essentielle à l’équilibre de l’aquarium marin.

• Les bactéries nitrifiantes : durant la nitrosation Nitrosomonas, Nitrosococcus, Nitrosocystis, Nitrosospira, Nitrosogle transforment l’ammonium (NH₃), très toxique pour les poissons, en nitrites (NO₂⁻), également toxiques mais moins dangereux.
  Ensuite, durant la nitratation, les bactéries Nitrobacter , Nitrocystis, Bactoderma, Microderma, Nitrospira, etc., convertissent les nitrites (NO₂⁻) en nitrates (NO₃⁻), bien moins toxiques, qui pourront être absorbés par les plantes ou éliminés lors des changements d’eau.
• Les bactéries dénitrifiantes : telles que Pseudomonas, Flavobacterium, Alcaligenes, Achromobacter, Escherichia, Micrococcus, Aerobacter, Bacillus, Thiobacillus, Azotobacter… se développent dans des zones pauvres en oxygène (anaérobies) : dans les substrats ou au sein de certaines roches vivantes. Elles transforment les nitrates (NO₃⁻) en diazote gazeux (N₂), relâché dans l’atmosphère. La réduction du niveau de nitrates, prévient l’accumulation de substances nocives pour les habitants marins.

Cycle du phosphore : comme exposé dans l’article Phosphore, phosphates, lors de la dégradation des matières organiques (fèces, déchets, sédiments…), les bactéries solubilisatrices de PO₄ (PSB) telles que Pseudomonas fluorescens, et les bactéries accumulatrices de PO₄ (PAB) telles que Candidatus Accumulibacter phosphatis, extraient les phosphates dissous dans l’eau, pour leur propre métabolisme. A leur mort ces phosphates piégés dans leur biomasse sont éliminés par la filtration et l’écumeur. Par ailleurs, durant la dégradation de composés organiques phosphorés, elles sécrètent des enzymes assurant la minéralisation du phosphore organique en phosphate inorganique, un nutriment essentiel pour les coraux et les algues. La régulation du phosphore est un levier pour limiter la prolifération d’algues indésirables.

Cycle du soufre : dans les aquariums marins, notamment ceux comportant des zones anoxiques peu oxygénées, des "bactéries pourpres" pratiquent la photosynthèse anoxygénique (sans production d’oxygène). Les bactéries pourpres sulfureuses (PSB) des gama-Protéobactéries), essentiellement des Chromatiaceae, transforment le sulfure d’hydrogène (H₂S) toxique en soufre ou en sulfates beaucoup moins nocifs pour l’écosystème interviennent également dans le cycle du soufre.

Cycle du carbone : des bactéries dégradent la matière organique dissoute, convertissant les substances organiques en dioxyde de carbone et d’autres nutriments assimilables par les coraux et les autres habitants de l’aquarium. Certaines espèces fixent le carbone organique dans le mucus et rendent cette source d’énergie directement disponible pour le corail.

Décomposition de la matière organique : les bactéries hétérotrophes décomposent les déchets organiques (nourriture, excréments, plantes mortes…), en substances plus simples à éliminer, évitant ainsi l’accumulation de matière organique, le risque de pics d’ammoniac toxique et celui d’autres polluants.
Plus particulièrement, les bactéries pourpres non-sulfureuses (PNSB), des alpha-Protéobactéries telles que les Rhodospirillaceae et Rhodobacteraceae, pratiquent la photosynthèse anoxygénique comme les PSB, mais utilisent des composés organiques (acides gras, alcools, glucides) ou des composés inorganiques pauvres en soufre (fer) comme source d’électrons pour la photosynthèse. Si elles n’entrent pas dans le cycle du soufre, elles contribuent au cycle de l’azote, plus spécifiquement dans les zones hypoxiques, pauvres en oxygène, centrées sur la dégradation de la matière organique et la gestion des nutriments. Ce faisant elles sont performantes dans le traitement du mulm sédimenté sur et dans les substrats : sables et roches vivantes.

Clarification de l’eau : En fixant les particules en suspension et en absorbant les substances dissoutes, les bactéries clarifient l’eau, améliorant ainsi la qualité visuelle et la santé générale de l’aquarium.

Biofilm protecteur : les bactéries forment également un biofilm sur les surfaces (roches, substrat, parois de l’aquarium..) empêchant les bactéries pathogènes de coloniser ces surfaces. Le biofilm agit également comme un réservoir de nutriments pour les microorganismes et, bien entendu, participe à la filtration biologique.

2.2. Rôles relatifs aux organismes marins

Dans un aquarium récifal, les interactions entre les bactéries et les organismes vertébrés et invertébrés sont nombreuses, complexes et indispensables au maintien de son équilibre écologique. Elles incluent notamment la nourriture et la protection contre les maladies :

• Réduction des toxines : Les bactéries du cycle de l’azote et du soufre réduisent les risques toxiques. D’autre bactéries probiotiques telles que Bacillus, Rhodopseudomonas, contribuent à neutraliser différentes toxines comme, par exemple, des toxines cyanobactériennes produites par les algues. Dans une moindre mesure, certaines bactéries (Pseudomonas, Bacillus, Shewanella) peuvent bioaccumuler des métaux lourds, les précipiter sous forme de sels insolubles ou les réduire (Desulfovibrio), voire les chélater en composés moins toxiques. Certaines espèces de poissons (poissons-anges) et d’invertébrés (crevettes, étoiles de mer) sont extrêmement sensibles à des dérives d’ammoniac et nitrites.
• Source de nourriture pour les invertébrés : de nombreux invertébrés suspensivores microphages actifs ou passifs, zooxanthellés ou azooxanthellés, se nourrissent de bactérioplancton. Les coraux (octocoralliaires et dans une moindre mesure les scléractiniaires SPS et LPS), les éponges, les tuniciers (figure 4), les bivalves (moules, bénitiers, huitres), les vers tubicoles, les échinodermes filtreurs (comatules, holothuries…), piègent les bactéries en suspension et s’en nourrissent. Les psammivores comme les holothuries (concombres de mer), étoiles de mer fouisseuses, gobies… et les détritivores (copépodes, amphipodes…) ingèrent les bactéries sédimentées dans le mulm au sein du sable et des roches.
• Symbiose bactérienne : Les bactéries symbiotiques occupent le mucus des coraux, assurant une prédigestion des proies, et le système digestif de nombreux organismes (poissons, coraux) pour décomposer les aliments et absorber les nutriments. De même elles contribuent à métaboliser des composés chimiques (soufre, azote…) au sein des invertébrés (nématodes, vers tubicoles, bivalves…) en les transformant en nutriments assimilables.
• Fixation directe d’azote : certaines bactéries fixatrices d’azote captent directement l’azote dissous issu de l’atmosphère ou de la décomposition de la MO. Associées aux coraux, elles convertissent via des enzymes le N₂ dissout en ammonium (NH₄⁺) et d’autres formes d’azote biologiquement disponibles pour le corail. Il s’agit là du quatrième mode de nutrition des coraux, indépendamment de la photosynthèse, de la capture ou de l’adsorption cellulaire de matière dissoutes.
• Prophylaxie : certaines bactéries probiotiques comme Lactobacillus, occupent des niches écologiques et contiennent la prolifération de bactéries pathogènes. Elles préviennent les infections et maintiennent le système immunitaire des poissons et invertébrés, dont les coraux.
• Production de substances antimicrobiennes : les bactéries de certains probiotiques sécrètent des substances antibiotiques naturelles qui inhibent la croissance des agents pathogènes, réduisant ainsi le risque d’infections chez les poissons (maladie des points blancs) et les coraux (nécroses tissulaires).
• Réduction des algues et cyanobactéries : les bactéries entrent en compétition avec les algues pour l’utilisation des nutriments (N, P), réduisant ainsi leur prolifération.
• Stimulant de ponte : certaines bactéries peuvent libérer des composés stimulant la reproduction chez les invertébrés.

3. Microbiote de l’aquarium récifal

Les bactéries occupent tous les compartiments de l’aquarium, depuis les biofilms des supports rocheux ou sableux, en suspension dans la colonne d’eau et au sein des coraux eux-mêmes.

3.1. Biofilms et mulms superficiels

3.1.1. Biofilms

Les biofilms sont des communautés de micro-organismes (bactéries, algues, champignons et parfois des protozoaires) qui adhèrent à une surface pour former une matrice composée principalement de substances polymériques extracellulaires (EPS) constituée de polysaccharides, de protéines, d’ADN extracellulaire et d’autres composants. Cette matrice protectrice leur permet de résister aux stress environnementaux (chocs thermiques, produits chimiques, agents antimicrobiens, etc.) et de conserver l’humidité dans certaines conditions, par exemple lors de l’exondation des coraux à marée basse.

Le développement des biofilms dans des environnements humides ou aquatiques procède en plusieurs étapes. Les bactéries libres (planctoniques) dans l’eau adhèrent aux surfaces immergées (adhésion primaire) de toutes sortes (roches vivantes, substrat, verre de l’aquarium, coraux, équipements), puis se multiplient (colonisation). Elles produisent des EPS, formant une matrice gluante qui consolide l’adhésion et protège les bactéries des conditions extérieures. Le biofilm développe une structure plus complexe avec des canaux pour l’échange de nutriments et l’évacuation des déchets (maturation). Sa structure est multicouche avec moins d’oxygène et plus de déchets organiques en profondeur. Les bactéries communiquent entre elles (quorum sensing) pouvant ainsi coordonner leur activité, se protéger ou déclencher la production de certaines substances en réponse aux changements environnementaux. Plus tard, certaines cellules ou portions du biofilm sont libérées (détachement) et colonisent de nouvelles surfaces (figure 5).

Une prolifération excessive du biofilm peut poser des problèmes. Par exemple, un biofilm trop épais réduit la lumière nécessaire organismes symbiotiques. Sa régulation impose une bonne gestion des bactéries (contrôle des nutriments, réacteur biologique, éclairage…) comme on le verra, et parfois le nettoyage des équipements encrassés (pompes, crépines, tuyaux…).

3.1.2. Mulms

Les mulms sont des accumulations de débris organiques en décomposition (déchets alimentaires, excréments…) et inorganiques (sable, boues) déposées au fond de l’aquarium ou dans les zones calmes. Contrairement à ce que l’on nomme les sédiments, les mulms contiennent une grande proportion de matières organiques. Ils hébergent une quantité de bactéries décomposeuses ainsi que d’autres micro-organismes et des particules non vivantes.

Les effets du mulm sont ceux des bactéries, déjà évoqué, notamment dans la décomposition de la matière organique et la libération des nutriments (nitrates, phosphates). C’est une source de nutriments pour les algues. Il contient une grande concentration de bactéries et d’autres micro-organismes, et sert de réservoir biologique pour d’autres bactéries bénéfiques.
Cependant, s’il n’est pas contrôlé il peut contribuer à une pollution avec de hauts niveaux de nitrates et phosphates, favorisant ainsi la croissance indésirable d’algues et de cyanobactéries.

Gérer le mulm par différents moyens : siphonner régulièrement le substrat (figure 6) pour éviter son accumulation excessive, assurer un brassage dans les zones d’accumulation, le maintenir sous contrôle avec une équipe de détritivores (invertébrés et poissons fouisseurs, crevettes, escargots, poissons limivores) pour remuer le substrat et consommer les matières organiques.

Biofilm et mulm en aquarium marin

3.2. Bactéries de la colonne d’eau : bactérioplancton

Les bactéries sont moins présentes dans la colonne d’eau que dans les biofilms recouvrant les surfaces. Issues de la libération des biofilms et des échanges avec les substrats, leur action est similaire. A l’instar des océans, la population bactérienne de la colonne d’eau constitue le bactérioplancton de l’aquarium.

3.2.1. Actions du bactérioplancton

Indépendamment des rôles attribués généralement aux bactéries, en suspension elles ont des effets plus spécifiques :

• Clarification de l’eau : L’effet est quasi immédiat. Les bactéries éliminent les particules organiques fines et décomposent les matières dissoutes. L’eau devient limpide et stable, favorisant la pénétration de la lumière et contribuant à la bonne santé de tous les organismes photosynthétiques.
• Echanges bactériens : transporté par le brassage, le bactérioplancton se disperse en tous points de l’aquarium, assurant des apports bactériens jusqu’aux substrats, et les échanges constants entre les bactéries en suspension, les surfaces, les mucus coralliens et tous les organismes.
• Bactérioplancton nourricier : De nombreux invertébrés suspensivores microphages (filtreurs), se nourrissent de plancton. Coraux, bivalves, vers à panaches, éponges, tuniciers, comatules… piègent les bactéries dans leur mucus ou les capturent avec leurs cils vibratiles. C’est d’ailleurs chez les octocoralliaires une source d’alimentation bien plus importante que le phytoplancton, et vitale pour certains invertébrés tels que les tuniciers et les comatules.
• Risque d’anoxie : un excès de matières organiques dans l’eau peut toutefois entraîner une prolifération bactérienne subite, non contrôlée, souvent visible sous forme d’eau trouble : bloom bactérien. Les bactéries consomment alors de grandes quantités d’oxygène dissous, mettant en danger les autres organismes, comme on l’évoquera plus tard. Il est donc essentiel de surveiller et limiter la charge organique dans la colonne d’eau.

3.2.2. Espèces bactériennes en suspension

Il existe toujours des échanges entre l’eau et les supports, et des biofilms se détachent dans la colonne d’eau. Même si la concentration des espèces du bactérioplancton est différente de celle des biofilms superficiels, une analyse de la colonne d’eau permet d’obtenir une cartographie approximative des bactéries présentes dans l’aquarium. Ainsi les analyses du microbiome telles que celles récemment proposées par le laboratoire Aquabiomics sont une avancée dans la compréhension de nos systèmes captifs.

Les analyse ADN de ce laboratoire révèlent un mélange complexe dans l’eau des aquariums testés, avec une moyenne de 400 espèces différentes par installation. Aquabiomics identifie 19 familles de bactéries représentant l’essentiel des communautés présentes dans l’eau des aquariums récifaux sains, c’est à dire dans lesquels invertébrés et poissons s’épanouissent (figure 7).

Il existe aussi une grande disparité du spectre des populations entre différents aquariums, variant dans un rapport un à sept pour les populations les plus diversifiées. Dans son étude How aquarium microbiomes differ, Aquabiomics a ainsi pu observer quatre groupes de spectres bactériens présents dans des aquariums globalement sains (figure 8).

Analyses des bactéries en aquariums récifaux.

Source : Aquabiomics

Source : Aquabiomics

3.3. Bactéries et coraux

Source : Kim B Ritchie

3.3.1. Le microbiote du corail

Le corail forme avec les microorganismes qu’il héberge (microbiote) un ensemble biologiquement cohérent (l’holobionte) à l’intérieur duquel s’opèrent de relations symbiotiques vitales.

Depuis les premières apparitions de maladies coralliennes à grande échelle, dans les Caraïbes, les chercheurs analysent le microbiote inféodé aux coraux. En effet, il impacte la vie du corail à plusieurs niveaux : notamment lors de la prédigestion, ainsi que pour ses défenses immunitaires puisque des pools bactériens sont en mesure de produire des antibiotiques contre les bactéries pathogènes.

3.3.2. Bactéries du microbiote corallien

Un immense panel d’espèces bactériennes peut être inféodé aux coraux. Pour autant leur spectre est limité et spécifique à chaque espèce de corail. Les bactéries ont  des fonctions différentes selon leur localisation (tissus, cavité gastrique, mucus, squelette). Rappelons que les bactéries ne sont pas les seuls microbiotes du corail. D’autres microorganismes hôtes du corail, contribuent également à sa santé : archées, eucaryotes unicellulaires (dinoflagellés), champignons…

Le microbiote du corail n’est pas exactement le reflet du panel bactérien observé dans la masse d’eau ou les surfaces. Par exemple, en milieu naturel, Kim B. Ritchie a observé la répartition des différentes espèces bactérienne relatives à Acropora palmata des Caraïbes : celles inféodée au mucus du corail (symbiotes), celle des visiteurs  pathogènes opportunistes, responsables de blanchiments dans l’étude, et celle présente dans l’eau de mer environnante (figure 9). Il s’avère qu’elles sont ici assez différentes.

L’équilibre bactérien du microbiote corallien est cependant très dépendant des conditions environnementales. Des différences dans la composition du mucus peuvent contribuer à réduire la capacité du corail à résister aux différents facteurs de stress au point de le rendre vulnérable face aux organismes pathogènes. Aussi, l’aquariophile doit tout mettre en œuvre pour conserver cet équilibre.

4. Espèces bactériennes marines

Toutes les bactéries, en suspension, sur les substrats, en biofilms, ou sur les animaux, contribuent de manière bénéfique ou maléfique sur la santé générale de l’aquarium et ses occupants. L’aquariophile se pose donc légitimement la question de savoir lesquelles son bonnes (bénéfiques), ou pas (pathogènes). La réponse à cette question ne lui permet malheureusement pas d’avancer beaucoup aujourd’hui, mais viendra le temps où les cartographies biologiques seront aussi courantes que les analyses chimique ICP.

4.1. Bactéries bénéfiques, probiotiques

Bactéries bénéfiques, "bonnes bactéries"

Ce sont celles qui contribuent globalement à la prospérité de l’aquarium : la qualité de l’eau, la croissance saine des organismes vivants, l’absence de maladies, l’équilibre biologique… Par exemple :

Source : Yuichi Suwa

• Des espèces agissant dans le cycle de l’azote et pour certaines, du phosphore :
  • celles oxydant l’ammoniac en nitrite : Nitrosomonadaceae : Nitrosomonas (figure 10), Nitrosococcus (environ 1,5 % du microbiome).
  • celles oxydant les nitrites en nitrates (Nitrobacter, Nitrospiraceae), 11 fois moins abondantes.
    Il s’agit ici de concentrations mesurées dans la colonne d’eau, donc non représentatives et plus faibles que ce que peuvent abriter les substrats.
  • celles dénitrifiant les nitrates en azote comme Pseudomonas, Paracoccus.
• Des espèces omniprésentes dans les milieux marins, participant aux processus de dégradation de plusieurs manières. Citons Thiobacillus denitrificans, une bactérie chimioautotrophe, anaérobie oxydant le soufre en sulfates par exemple dans les dénitrateurs au soufre ou les DSB.
• Des bactéries pourpres sulfureuses, anaérobies; oxydant le soufre en sulfates dans les couches profondes : Chromatium, Thiocapsa, Thiospirillum, Thiopedia, Lamprocystis, Marichromatium, Allochromatium) .
• Des bactéries pourpres non-sulfureuses contribuant à la dégradation des zones hypoxiques (sédiments, sable et substrats) : Rhodopseudomonas (figure 11), Rhodobacter, Rhodovulum, Roseobacter, Rhodospira, Erythrobacter, Oceanibulbus. N’intervenant pas particulièrement, ni directement, dans le cycle de l’azote, elles sont complémentaires, polyvalentes et efficaces dans la dégradation des MO sur un terrain qui leur est propre. Par exemple Rhodopseudomonas palustris (4), une espèce pas spécifiquement marine, peut basculer entre quatre types différents de métabolismes et s’avère intéressante dans de nombreux domaines dont l’aquariophilie marine.
• Des bactéries du traitement des phosphates. Selon leur rôle on trouve les bactéries solubilisatrices de phosphates (PSB) telles que Rhodobacter, Pseudomonas, Bacillus, Halomonas, Marinobacter, Alteromonas, Planococcus, Serratia, Acinetobacter, Klebsiella, Rhodobacter, Paracoccus, Thiothrix… et/ou accumulatrices de polyhosphates (PAB) Acinetobacter, Klebsiella, Burkholderia, Enterobacter, Bacillus, Synechococcus, Thiothrix…
• Des cyanobactéries : capables de fixer l’azote atmosphérique, fournissant ainsi une source de nutriments importante pour d’autres organismes dans l’aquarium, ingérées par les coraux et d’autres invertébrés, produisant de l’oxygène bénéfique aux organismes ou formant des biofilms, habitat de micro-organismes bénéfiques et nourriture pour les filtreurs.
• Des bactéries du mucus des coraux : par exemple des souches de Vibrio non pathogènes jouent un rôle protecteur contre des agents pathogènes potentiels.

Bactéries probiotiques, bonnes pour la santé

Source : Hydrospace

Une partie des bactéries bénéfiques est dite probiotique.Ce sont des souches sélectionnées et isolées pour leurs caractéristiques spécifiques, aux effets ciblés, plus facilement mesurables. Il s’agit plus particulièrement de celles nécessaires à la santé des hôtes (poisson, coraux et autres invertébrés) lesquelles, par exemple, impactent le métabolisme ou réduisent la prolifération des pathogènes. Par extension, l’aquariophilie y inclut les bactéries qui améliorent la santé générale de l’aquarium, notamment celles agissant sur le cycle de l’azote. La différence est ténue et finalement sans importance tant les interdépendances entre les microorganismes, sont nombreuses, parfois méconnues, mais toutes impliquées dans le même objectif de prospérité.

Les bactéries probiotiques appartiennent à différentes espèces parmi les genres  :

• Bacillus (B. subtilis, B. licheniformis) : favorisent la dégradation des déchets organiques et aident à stabiliser le cycle de l’azote,
• Lactobacillus (L. plantarum, L. rhamnosus) : bactéries lactiques contribuant à la fermentation de matières organiques et à la suppression de pathogènes.
• Enterobacter (E. cloacae) : participent à la décomposition des matières organiques et à la réduction des pathogènes.
• Rhizobium (R. leguminosarum) : aident à la fixation de l’azote et améliorent la qualité du substrat.
• Corynebacterium (C. glutamicum), Rhodopseudomonas : contribuent à dégrader les déchets organiques
• Pseudomonas (P. fluorescens) : dégradent des polluants.
• Nitrosomonas et Nitrobacter : essentielles au cycle de l’azote.
• Pseudoalteromonas, Alteromonas, Halomonas, Ruegeria, Pelagibacter, Endozoicomonas, Rhodopseudomonas palustris, Bacillus… : production d’antibiotiques du mucus corallien, contre des pathogènes.

4.2. Mauvaises bactéries et pathogènes

Les bactéries dites "mauvaises bactéries" regroupent les espèces aux effets indésirables. Certaines sont pathogènes quand elles causent la maladie, ou opportunistes quand elles deviennent nocives dans certaines conditions, ou simplement nuisibles si elles déséquilibrent l’écosystème.

Parmi les espèces pathogènes au-delà d’une certaine concentration.

• Pathogènes de poissons : Mycobacterium, Photobacterium damselae, Piscirickettsia salmonis, voire Pseudomonas et Aeromonas qui peuvent provoquer des infections cutanées chez les poissons et des nécroses. Les concentrations détectées dans des aquarium sains n’affectent pas leur santé.
• Pathogènes des coraux :
  • des espèces hôtes naturels de coraux (Vibrionaceae ex. Vibrio corallilyticus, V. shiloi, V. vulnificus) à une concentration normale n’affectant pas leur santé, mais potentiellement causes de blanchiment, et nécrose tissulaire.
  • des espèces non détectées dans les aquariums sains, introduites, impliquées dans les maladies des coraux (nécroses, gelées brunes…). Par exemple Serriata marcescens, Thalassomonas loyana (bande blanche),
• Pathogènes d’autres invertébrés. Parmi celles-ci Mycobacterium ou Aquarickettsia rohweri détecté sur des anémones, éponges. On sait cependant peu de leur présence en aquarium.

4.3. Bactéries marines diverses

Le tableau 1 propose un inventaire, bien entendu non exhaustif, de bactéries observées en milieu marin dans différents habitats, avec leurs rôles et fonctions dans l’écosystème.

5. Effets des bactéries indésirables

Un déséquilibre du spectre bactérien risque de libérer de l’espace pour le développement de bactéries indésirables, parfois pathogènes, contenue jusque-là et sans effet notable. L’action des indésirables dans l’aquarium peut se traduire de plusieurs façons :

5.1. Déséquilibre de l’aquarium

• Perturbation du cycle de l’azote : les bactéries pathogènes interférent avec les bactéries bénéfiques du cycle de l’azote entraînant des pics d’ammoniac et de nitrites, toxiques pour les poissons et autres habitants.
• Déséquilibre microbien : leur prolifération conduire au déséquilibre dans la communauté microbienne de l’aquarium perturbant les interactions entre les différentes espèces de micro-organismes, une réduction de la biodiversité microbienne et la résilience de l’écosystème.
• Production de toxines : Certaines bactéries produisent des toxines affectant la santé des poissons et des coraux.

5.2. Impact sur les occupants

• Stress, maladies des poissons : Les bactéries pathogènes sont sources de stress chez les poissons. Leur système immunitaire affaibli, ils sont plus sujets aux infections : maladie des points blancs (Cryptocaryon), ou de velours (Oodinium), pourriture des nageoires, infections cutanées… jusqu’à la mort des poissons.
• Maladies des coraux : les infections bactériennes se traduisent par des nécroses tissulaires lentes (STN Small Tissues Necrosis) et ouvrent la porte à certains parasites opportunistes responsables de dégradations rapides (RTN : Rapid Tissues Necrosis, gelées brunes…).
• Compétition pour les ressources : les pathogènes entrent en compétition avec les communautés de bonnes bactéries pour les nutriments et l’espace, entravant leur croissance et leur santé.
• Impact sur les invertébrés : crevettes, bivalves… peuvent être affectés par des infections entraînant des maladies et une mortalité.

6. Surveiller la qualité biologique de l’eau

Les moyens à notre disposition ne sont pas nombreux. L’identification nécessite du matériel et une expertise hors de portée de l’aquariophile moyen. Mais la haute technologie lui devient progressivement accessible. On peut toutefois rechercher quelques indices biologiques visuels..

6.1 Observation visuelle, bioindicateurs

La connaissance de notre aquarium et le comportement de nos protégés révèlent parfois quelques indications biologiques susceptibles de nous alerter :

• Comportements anormaux des poissons : une nage erratique, des frottements intempestifs, une décoloration, un faible appétit, l’isolement, une moindre dynamique et bien sûr des lésions cutanées, des ulcères… sont parfois des signes d’infection.
• Santé des coraux : des coraux avec polypes rétractés, des desquamations, de la gelée brune, des blanchiments… peuvent être le signe que des infections sont là et ont parfois déjà ouvert la porte à des parasites opportunistes.
• Cyanobactéries, dinoflagellés : ces organismes se développent lors de la dérive de paramètres chimiques, et bien souvent à la faveur de l’espace laissé vacant par les bactéries bénéfiques concurrentes.
• Film gras superficiel : il peut être révélateur d’une surcharge organique non prise en charge par les bactéries.
• Accumulation de mulm : bien souvent d’origine organique, l’activité bactérienne et les autres permet plus leur dégradation régulière.
• Prolifération d’algues : consommatrices de phosphates et nitrates, les algues ne sont pas assez concurrencées par les bactéries.
• Effluent d’écumeur : l’essentiel des protéines écumées est issu de la dégradation des bactéries. L’odeur des matières en décomposition est alors très forte, similaire à celle dégagée par une fosse septique. L’absence d’odeur, si elle n’est pas due à l’inefficacité de l’appareil, révèle très probablement une faible activité bactérienne, potentiellement insuffisante.
• Eau cristalline : c’est un signe d’une bonne activité bactérienne.

6.2. Microscopie optique

Culture bactérienne

L’observation peut nécessiter de réaliser une culture préalable. Pour ce on utilise un milieu de culture (géloses nutritives ou spécifiques), déposé dans une boite de Pétri. Le prélèvement est étalé sur le milieu de culture. On laisse incuber la culture dans la boite, dans un incubateur réglé à la température optimale pour les bactéries. Après quelques jours, des colonies bactériennes apparaissent, visibles à l’œil nu. On peut alors prélever ces colonies pour les observer au microscope. Malheureusement, la culture n’est pas le reflet de la population puisqu’une petite partie des bactéries présentes peut être cultivée.

Observation au microscope optique

Observer des bactéries de l’ordre de 1 µm demande un matériel spécifique et une certaine préparation.

• Matériel : Il faut disposer d’un microscope doté d’une optique d’excellente qualité, de grossissement au moins 1000x, muni d’un objectif à immersion dans l’huile pour une meilleure résolution, avec lames et lamelles de verre.
• Préparation :
  prélever (pipette…) un échantillon de l’environnement (eau, sol, biofilm, mucus, etc.), déposer une goutte sur la lame de verre et la couvrir d’une lamelle.
• Observation : les différents réglages (mise au point, éclairage, contraste) nécessitent un certain apprentissage. Les bactéries étant souvent transparentes, il est conseillé d’utiliser une coloration comme le Gram pour mieux les distinguer : Gram positif, les bactéries sont colorées en violet et Gram négatif, les bactéries sont colorées en rose.

Le Gram permet une classification des bactéries selon l’épaisseur de leur paroi cellulaire pour en évaluer leur degré de résistance (antibiotiques, agents chimiques), leur capacité à survivre dans des environnements hostiles, et leur potentiel effet infectieux. La densité et la diversité d’une population peut être évaluée par comptage ou avec des techniques plus sophistiquées. Dans l’impossibilité de les identifie, ces informations ne sont cependant pas d’un grand intérêt en aquariophilie marine.

6.3. Microscopie électronique

Plutôt que la lumière, cette technologie utilise des électrons d’où une plus grande résolution. Elle nécessite un microscope électronique à balayage (SEM) ou à transmission (TEM) qui permet d’observer le détail des structures internes et superficielles jusqu’à l’échelle nanométrique. L’échantillon est préparé selon des techniques spécifiques comme la fixation et la déshydratation avant l’observation.

Si le microscope électronique est un moyen d’analyser la morphologie des bactéries, leurs structures, leurs interactions avec l’environnement, ou l’adaptation de pathogènes dans le milieu, il ne permet pas de compter facilement les cellules ni d’identifier les espèces. C’est un instrument couteux exploité dans la recherche, mais inutile pour l’aquariophilie récifale.

6.4. Méthodes génétiques

Bien que les bactéries ne soient pas observées directement, les méthodes génétiques comme la PCR (réaction en chaîne par polymérase), PCR en temps réel, séquençage de l’ADN), sont parmi les plus précises et efficaces pour identifier et analyser les bactéries. Elles se basent sur l’analyse de l’ADN ou de l’ARN des bactéries, permettant une identification précise même pour des espèces non cultivables en laboratoire.

Avant l’année 2023, ce paragraphe aurait pu être uniquement documentaire pour nous simples amateurs aquariophiles. Ce n’est plus le cas. Une technologie de pointe : le séquençage de nouvelle génération, est aujourd’hui accessible aux aquariophiles marins.

Le séquençage de nouvelle génération (NGS, Next-Generation Sequencing) est une technologie de séquençage qui permet de lire rapidement des millions de fragments d’ADN ou d’ARN, contrairement aux autres techniques beaucoup plus lentes. Il nécessite des plateformes spécialisées : séquenceur NGS (figure 12), préparation et réactifs spécifiques, stockage et analyse informatique. Le NGS permet notamment le séquençage de génomes entiers (génomes humains, végétaux, animaux, etc.), l‘analyse de l’ADN ou de l’ARN pour profiler l’expression des gènes, et la métagénomique.
A l’instar de l’analyse ICP qui détermine la cartographie des composants chimiques de l’eau, le NGS établit celle des microorganismes. Une nouvelle porte pour une meilleure compréhension des systèmes de maintenance aquariophile.

Source : Aquabiomics

La métagénomique consiste à analyser de manière non ciblée des échantillons contenant l’ADN de communautés microbiennes complexes (bactéries, virus, champignons et autres micro-organismes). Elle permet d’obtenir des informations taxonomiques (identifier et caractériser la diversité microbienne) et d’analyser les fonctions génétiques présentes, afin de comprendre les interactions entre les micro-organismes dans leur environnement.

Ainsi, dans le cadre de l’aquariophilie récifale, le laboratoire Aquabiomics exploite depuis peu les équipements de séquençage de nouvelle génération (NGS) et l’approche métagénomique. Pour une centaine d’euros et un délai de plusieurs semaines, le laboratoire identifie les bactéries présentes dans l’eau de l’aquarium et leur concentration relative (figure 13) , il détermine sa normalité et propose des stratégies à engager. De plus, il est en mesure de séquencer l’ADN environnemental de l’aquarium pour analyser la communauté eucaryote (non bactérienne), y compris les parasites, notamment ceux impliqués dans les maladies des poissons et des coraux (RTN, STN).

7. Maintenir la population bactérienne

Indépendamment des caractéristiques de maintenance optimales (environnementales, chimiques, répartition spatiale, disponibilité des nutriments…), la qualité de l’activité bactérienne dépend de princiopes essentiel :

• Eviter le déséquilibre bactérien
• Diversité de la population bactérienne : les souches doivent être variées et complémentaires pour répondre à leurs différentes fonctions (dégradation de matières organiques, prophylaxie, cycles de N,P,C…).
• Densité de la population : pour que l’accomplissement de ces misions soit à la hauteur des nécessités (niveau de pollutions, de la prophylaxie…).

7.1. Eviter le déséquilibre bactérien

Les bactéries indésirables peuvent avoir des effets dévastateurs sur l’équilibre de l’écosystème de l’aquarium et sur la santé de ses habitants. Bien évidemment, la meilleure façon d’éviter les dérives est d’anticiper nos actions et de suivre quelques règles élémentaires :

• Maintenir la qualité chimique de l’eau : dans des conditions d’eau optimales avec des paramètres stables, à tous les niveaux (ammoniac, nitrites, nitrates, O₂) et en stabilisant les facteurs environnementaux (température, oxygène, pH, salinité…) aux rôles cruciaux dans la croissance et l’activité des bactéries. Tous les principes de maintenance sont bons, parmi lesquels :
  • Filtrations et traitements : Les systèmes mécaniques (micron filtres, papier…), physiques (écumeur, UV, ozone…), biologiques (réacteurs à bactéries, refuges algaux..) peuvent contribuer à maintenir une population bactérienne stable dans l’eau et sur les surfaces.
  • Qualité chimique : que ce soit par des changements d’eau ou une supplémentation régulière des composants.
  • Brassage : il contribue à la bonne dissolution des gaz (oxygène, gaz carbonique) et la distribution des nutriments en tous points, jusqu’aux bactéries
  • Alimentation raisonnée : un excédent non consommé entraîne une surcharge organique, des déchets, favorisant la prolifération bactérienne incontrôlée.
• Assurer l’hygiène biologique
  • Mains ou gants propres : les laver, les rincer voire les stériliser avant leurs manipulations dans l’eau.
  • Introduction de poissons et coraux sains : éviter l’apport de maladies et parasites (observations, quarantaine, traitements antiparasites, acclimatation, introductions maitrisées).

7.2. Maintenir l’activité bactérienne : des bactéries

En maintenance de routine

Un aquarium sain, équilibré, dont tous les habitants vivent et pospèrent de manière satisfaisante contient assurément toutes les bactéries nécessaires à son équilibre. Toutes les espèces indispensables son présentes, il est inutile d’en rajouter inconsidérément. Pour autant, bien que de nature plutôt résistantes et adaptables, certaines espèces peuvent régresser plus rapidement que d’autres en fonction de facteurs environnementaux (nutriments, compétion interspécifiques, prédation de protozaires, disponibilité en oxygène ou en zone anaérobies…).

Aquabiomics a mesuré une diversité bactérienne rapidement importante. Deux semaines après le démarrage avec des pierres vivantes, le niveau de diversité atteint 400 espèces bactériennes, comme dans un bac mature. Cette diversité devient cependant plus disparate après 1 à 2 ans, on mesure alors du meilleur au moins bien, pour se stabiliser autour de 150-200 espèces dans des bacs vieillissants. D’où l’intérêt de soutenir préventivement cette diversité. Une distribution de bactéries 2 à 3 fois par an suffit et plus souvent selon des évènements particuliers.

Après des évènements

Un certain nombre de situations de nature à déséquilibrer le spectre bactérien peuvent nécéssiter, au moins à titre préventif, de réintroduire ponctuellement des souches bactériennes selon les préconisations du fabricant.

• Mise en route de l’aquarium (cyclage) : Lors de la mise en place initiale de l’aquarium récifal, pour établir le cycle de l’azote.
• Changements majeurs dans la filtration : après remplacement ou nettoyage important des systèmes de filtration biologique (pierres vivantes, filtres).
• Ajout de pierres vivantes : elles peuvent introduire des bactéries bénéfiques mais aussi relarguer des matières organiques.
• Traitement médicamenteux : Certains traitements, en particulier les antibiotiques, peuvent tuer une partie des bactéries bénéfiques.
• Traitements oxydants : les UV, l’ozone… détruisent une partie de la population bactérienne et plutôt certaines souches selon la localisation des traitements.
• Introduction de poissons : l’augmentation de charge biologique peut nécessiter un soutien bactérien.
• Soupçons de pathogènes : l’observation visuelle énumérée ci-dessus permet d’envisager un rééquilibrage des espèces.
• Mortalité importante de la population : la décomposition rapide des matières organiques des poissons, coraux ou des autres invertébré décédés, peut provoquer une montée subite de l’ammoniaque et des nitrites.
• Nettoyage intensif ou changement d’eau massif : une partie de la population bactérienne peut être perturbée.
• Perturbation du sable vivant : ce qui libère des matières organiques et déstabilise les colonies bactériennes établies.
• Biocontrôle des pathogènes et parasites : l’invasion de microorganismes (dinoflagellés, cyanobactérie…) laisse penser à une déficience de certaines souches indispensables. En effet :
  • Les bactéries bénéfiques entrent en compétition directe pour les nutriments et l’espace avec les bactéries pathogènes et d’autres microrganismes indésirables. Elles agissent sur la dégradation des matières organiques dissoutes disponibles occupant leurs niches écologiques.
  • Certaines souches sont aussi en mesure de sécréter des substances antimicrobiennes naturelles (bactériocines, enzymes) inhibant la croissance de bactéries pathogènes comme Vibrio spp. ainsi que des parasites (dinoflagellés…).

Comment introduire des bactéries dans l’aquarium

L’introduction de bactéries en petit voume très concentré doit leur donner toutes les chances de se développer, sans perte.

1. Retirer toutes formes de filtration (mécanique, écumeur)
2. Stopper ou désactiver les traitements (UV, O3…).
3. Introduire les bactéries. Agiter les contenants. Le cas échéant, rincer l’ampoule dans l’eau de l’aquarium.
4. Stopper la circulation d’eau, si posible.
5. Laisser se déposer et se fixer les souches sur les substrats durant 1 heure.
6. Remettre en route.

7.3. Maintenir la densité bactérienne : du carbone

Les cellules des bactéries utilisent les nutriments pour se développer, parmi lesquels essentiellement azote (N), phosphore (P), et carbone (C) dans des ratios spécifiques. Il suffit que l’un d’entre eux soit carencé (facteur limitant) pour que la population décline au point de ne plus répondre à ses missions. Un spectre bactérien complet et équilibré n’y fait rien.

D’une manière générale, dans un bac non oligotrophe, l’eau contient suffisamment d’azote et de phosphore pour répondre aux besoins. Le carbone fournit l’énergie nécessaire aux bactéries hétérotrophes pour leur croissance et leur activité métabolique. C’est alors la disponibilité de ce dernier qui dicte la densité bactérienne.

En aquarium, le carbone est disponible sous les deux formes :

• Carbone organique : les molécules organiques (restes de nourriture, excréments, microalgues et phytoplancton en décomposition, et composés organiques dissous), toutes formées autour d’une structure de carbone, sont utilisées par les bactéries hétérotrophes comme source d’énergie pour leur métabolisme.
• Carbone inorganique CO₂ : Le CO₂ dissout est issu de la respiration cellulaire des organismes, de l’absorption du CO₂ issu des échanges avec l’air atmosphérique, de la minéralisation (décomposition) des matières organiques par les bactéries elles-mêmes, éventuellement d’un réacteur à calcaire. Les bactéries autotrophes fixent le CO₂ dissout.

Le carbone s’avère parfois insuffisant et devient le facteur limitant. Il convient de le maintenir à niveau nécessaire, éventuellement par ajouts, comme nous l’aborderons. Cependant tout ajout de carbone doit être mesuré et maitrisé. En effet l’ajout de carbone présente des risques non négligeables : le carbone doit être introduit de manière progressive et surveillée d’une part avec les tests de nutriments NO3 et PO4 de manière à tendre vers un système stable, et d’autre part avec l’observation attentive de la santé des coraux. Tout surdosage peut provoquer une prolifération bactérienne excessive à l’origine de blooms bactériens dangereux suivis d’une anoxie générale du milieu, mortelle.

7.3.1. En fonctionnement équilibré : pas d’apport de carbone

Un aquarium sain et prospère contient la quantité de bactéries nécessaires. Dans cette situation les sources de carbone répondent aux besoins il est alors inutile d’augmenter la population bactérienne par de quelconques ajouts.

7.3.2. Population bactérienne insuffisante : supports et carbone

Les effets énumérés plus haut d’une insuffisance de l’activité bactérienne, lorsqu’ils deviennent chroniques, imposent de revoir la stratégie de la maintenance selon plusieurs axes :

• Augmenter les supports bactériens.
• Piloter la production dans un réacteur biologique.
• Entretenir la production par ajout de carbone.

Supports bactériens

Lorsque l’azote et le phosphore sont disponibles aux taux normalement admis en récifal (NO3 de 5 à 10 mg/l et PO4 de 0,04 à 0,10 mg/l), l’ajout de supports poreux augmente la surface colonisable par les bactéries et donc, la densité de la population active, principalement pour réduire les nitrates et phosphates. Les matériaux sont variés, tels que :

• Substrats : sable et gravier : Les colonies se développent selon la granulométrie et l’épaisseur de la couche de sables.
• Roches : naturelles ou synthétiques, leur microporosité doit être suffisante pour assurer les conditions aérobie et anaérobie. La porosité détermine également la surface colonisable.
• Médias de filtration : les bactéries colonisent les médias (sable, mousses, céramique, granulats de charbon, zéolithe…) à grande surface spécifique, dans des filtres statiques ou des réacteurs biologiques.
  Les bioballes, boules généralement creuses avec une surface perforée ou nervurées s’avèrent d’utilisation pratique et facile. Cependant leur surface spécifique ne rivalise pas avec les médias poreux. Elles peuvent être chargées en bactéries qui se libèrent progressivement à l’usage. Utilisées en usage passif (dans un filet), dans un réacteur biologique et le plus souvent dans des filtres à ruissellement destinés à la nitrification.

Ajout de nutriments carbone

En présence de supports suffisants, si les bioindicateurs révèlent une activité bactérienne douteuse, il devient nécessaire d’augmenter la production par ajouts de sources de carbone que nous détaillerons plus loin. Ces ajouts peuvent se réaliser dans l’aquarium ou par injection dans l’aquarium en amont de la pompe de remontée, ou à l’entrée d’un réacteur biologique.

Réacteur biologique

Chargé de support bactérien, un réacteur biologique permet de mieux maitriser la production bactérienne à l’extérieur de l’aquarium, comme l’explique l »article Réacteur à bactéries (RAB). Plusieurs types de réacteurs sont dédiés à des objectifs différents.

• Réacteurs à bactérie (RAB) à charbon : le substrat en grains de charbon est soulevé légèrement en lit fluidisé
• Réacteur à zéolithe (RAZ)…) : le substrat de granulats durs en zéolithe est périodiquement secoué, de telle sorte que le biofilm se décolle régulièrement.
  La production bactérienne est soutenue par ajout régulier de sources de carbone telles que dans la méthode VSV (vodka, sucre, vinaigre), par microdosage. L’article Carbone et aquariophilie récifale détaille le sujet.
• Réacteur à biopellets : les biopellets sont des granulés, polymères dégradables, contennant des sources de carbone. Les bactéries se développent, dégradent progressivement les pellets à leur contact et absorbent carbone inclus. La méthode est facile à mettre en oeuvre. Cependant, elle ne permet pas un ajustement précis des nutriments selon le besoin.
• Dénitrateur autotrophe au soufre (DAS) : il repose sur la dénitrification réalisée par des bactéries anaérobies (Thiobacillus), utilisant du soufre élémentaire comme source d’énergie et les nitrates pour produire de l’azote gazeux, libéré dans l’atmosphère, et des sous-produits moins nocifs comme les sulfates (SO₄^2-). Le débit doit être maitrisé pour être efficace. Une seconde chambre contenant du calcaire (CaCO₃) compense l’acidification produite par les sulfates en libérant des ions calcium (Ca²⁺) et des bicarbonates (HCO₃⁻), stabilisant ainsi le pH à la sortie du réacteur. Ce système est le plus souvent utilisé en présence d’aquariums pollués par une densité importante de poissons.

8. Sources de bactéries

Peu de choix s’offrent à l’aquariophile et bien souvent nous ne savons pas exactement les bactéries que nous introduisons. Aussi, il peut être intéressant d’utiliser des sources différentes, de toutes sortes. Plusieurs options se présentent :

8.1. Bactéries commerciales

Bactéries vivantes

Elles sont introduites sous forme de solutions liquides contenant des souches actives. Elles sont immédiatement prêtes à agir dès leur introduction dans l’aquarium et colonisent rapidement le système. Cependant il y a un risque plus élevé de les contaminer accidentellement avec des pathogènes ou des micro-organismes indésirables, depuis leur production, conditionnement, stockage, jusqu’à l’utilisation. Elles doivent être conservées au frais et utilisées rapidement après leur achat.

Bactéries en dormance

La dormance est un état naturel durant lequel les bactéries suspendent leurs activités métaboliques, lorsque les conditions ne sont pas adéquates. Elles restent vivantes et viables plusieurs années, supportant de fortes variations des conditions environnementales (température, lumière…). La mise en dormance des souches aquariophiles se fait est en général par lyophilisation (séchage par congélation), ou introduction dans des liquides isolants, protecteurs et conservateurs.

• Forme lyophilisée, sèche : . Les bactéries sont congelées puis sublimées à l’état gazeux pour perdent 98% de leur humidité puis totalement séchées. La déshydratation les mets en état de dormance permettant de les préserver en une forme stable et sèche
  Elles sont proposées sous forme de poudre ou de granulés facile à doser selon les besoins. Elles peuvent être stockées de longues périodes plusieurs années, à température ambiante, sans perte d’efficacité, ce qui les rend plus pratiques à conserver et finalement d’un coût plus abordable. Le processus de déshydratation élimine les organismes indésirables et sont moins facilement contaminables.
  Après introduction dans l’aquarium elles mettent un certain temps, de l’ordre quelques heures, pour se réhydrater et sortir de leur dormance pour retrouver leur activité métabolique et commencer à se reproduire puis coloniser.
• Forme liquide en ampoule de verre : les bactéries sont mises en dormance dans un milieu aqueux avec des substances protectrices (sucres, agents cryoprotecteurs) préservant l’intégrité des cellules bactériennes. Durant le processus de conditionnement les bactéries sont conservées sous argon dans l’impossibilité de contamination ni contact avec un oxydant, jusqu’au scellement de l’ampoule de verre par fusion. Ce qui garantit la parfaite intégrité du produit durant quelques années de conservations. Les ampoules sont pré-dosées. Déjà hydratées les bactéries sont rapidement active en une heure.
• Formes gel : les cellules bactériennes sont stabilisées par ajout de stabilisant pour renforcer leur résistance aux traitements ultérieurs. Elles sont ensuite encapsulées ou immobilisées dans un fluide gélatineux protecteur tel que l’alginate issu d’algues brunes. Le gel préserve les bactéries de l’environnement extérieur et les maintenant en dormance jusqu’à leur utilisation. Le fluide gélatineux est plus ou moins solidifié sous forme semi liquide, gel semi solide ou microcapsules, par un traitement spécifique (ex. ions calcium). Puis il est conditionné en tubes, sachets ou pots, normalement sous atmosphère contrôlée. Les gels sont d’utilisation facile et assurent une diffusion lente, et régulière dans l’aquarium.

Produits commerciaux

Le choix est vaste, des plus dilués aux plus concentrés, contenant le plus souvent des bactéries en dormance, sous plusieurs formes mais au contenu souvent mystérieux. Les fabricants proposent des produits polyvalents ou au contraire spécialisés pour une application donnée (démarrage rapide d’un aquarium, maintenance générale, dégradation des matières organiques, action sur le cycle de l’azote, clarification d’eau, traitement des sables ou probiotiques. Il s’agit de notions vagues qui laissent supposer que le produit contient des souches sélectionnées pour le travail en question.

Mon avis personnel est pourquoi limiter le spectre bactérien quand un produit composé de nombreuses souches permet une action globale et des actions diversifiées, d’autant plus que les souches sont souvent polyvalentes. Quoi qu’il en soit, les souches se développeront ou dépériront selon les conditions environnantes.

Quelques marques

Conformisme, comportement grégaire, effet de mode… certains produits sont plébiscités par des aquariophiles sans argument tangible. Il faut reconnaitre qu’une minorité de marques annonce la composition bactérienne. Contre l’obscurantisme et pour la compréhension de notre maintenance je privilégie ces dernières. Je serais heureux de citer celles que j’aurais omises. Parmi les communicants, citons :

• Tropic Marin Nitribiotic qui contient la bactérie polyvalente Bacillus subtilis, Nitrobacter, la probiotique Lactobacillus, des anaérobies dites bactéries pourpres et des levures Saccharomyces.

Des analyses ADN ont récemment été initiées par des particuliers. Le forum Bottle bacteria result du site Humble.Fish regroupe des analyses du microbiome de quelques références commerciales. Certains résultats sont surprenants et parfois décevants pour des marques renommées. Retenons les produits comportant un spectre étendu de bactéries :

• Prodibio Biodigest contient plus de 20 souches (confirmé par la société) ce qui rend le produit polyvalent avec tous les avantages conférés par le conditionnement stérile en ampoules de verre.
• Arka Microbe-Lift Special Blend contient plusieurs souches dont des bactéries pourpres non-sulfureuses Rhodopseudomonas palustris, très polyvalentes et complémentaires, en de nombreux points bénéfiques, à forte odeur nauséabonde.
• BEA (Bio-Ingénierie-Aquaculture) : cette société conçoit et communique (5) sur une gamme de produits étudiés pour l’aquariophilie, dont des bactéries Aequilibrium pour le cycle de l’azote, la dégradation avec d’autres souches en projet.
• Tim’s One and Only (sensé ne contenir que des bactéries nitrifiantes).
• Hydrospace PNS ProBio, similaire au précédent.

La diversité de bactéries bénéfiques est toujours un atout. Il n’y a aucun risque à mélanger plusieurs sources commerciales, avec l’espoir que des souches complèteront celles présentes dans l’aquarium.

Quelques bactéries commerciales.

8.2. Prélèvement dans un bac sain

Prélever dans un aquarium mature et prospère permet d’obtenir avec assurance un spectre nécessaire et suffisant pour la maintenance. L’aquarium doit présenter certaines garanties : des animaux sains et en développement, de la biodiversité et une totale absence de maladies, parasites, nécroses.

Il suffit de prélever un peu d’eau, des algues, et mieux une roche que l’on plongera proche du décor dans son propre aquarium.

8.3. Prélèvement dans la mer

Prélever sur les côtes locales

Sauf à considérer des conditions extrêmes (zones polaires, abysses…) on retrouve de nombreuses espèces marines identiques dans tous les Océans. Bien que spécialisées pour certains environnements (Méditerranée, Mer Rouge, Pacifique…), leur plasticité métabolique permet d’ajuster leurs fonctions biologiques en fonction des nouvelles conditions environnementales, comme la température, la salinité ou la disponibilité des nutriments.

Ainsi, prélever sur nos côtes méditerranéennes ou atlantiques garantit de trouver un large panel de souches tropicales marines, viables en aquarium récifal.

Prélèvements et règlementation

La loi française n’interdit pas les prélèvements d’eau de mer en dessous d’une limite très large, bien au-delà du besoin d’un aquariophile. Sauf autorisations locales, la règlementation interdit de prélever des roches ou du sable vivant ou inerte, des roches, voire parfois des algues (le prélèvement des plantes posidonies est interdit) notamment dans les zones protégées. Il s’agit d’éviter le déséquilibre des écosystèmes dus à des prélèvements importants. Se renseigner auprès des mairies de la règlementation locale relative à un prélèvement occasionnel à des fins personnelles.

S’agissant de bactéries un prélèvement raisonnable d’eau, de sable vivant, de boue, de coquilles d’huitres, d’algues semble parfois permis.

Coloniser en mer un support inerte

Faute de prélever dans le milieu marin, on peut tout aussi bien lui demander de bien vouloir coloniser un support inerte qu’on lui aura confié.

1. Choisir le substrat : inerte poreux (pierre morte, céramique, aragonite, médias de filtration…), ou une éponge naturelle ou synthétique
2. Substrat propre : le nettoyer avant immersion.
3. Proche des rochers : souvent riches en communautés microbiennes. L’eau de mer naturelle contient assez de nutriments pour favoriser la colonisation bactérienne.
4. Emplacement à moyenne modérée : le brassage doit être suffisant pour assurer le flux de nutriments, mais non violent. Les cellules se fixeront plus facilement.
5. Zones à moindre éclairement : pour ne pas favoriser les algues.
6. Laisser coloniser : une durée variable selon l’objectif à atteindre et le cycle détaillé ci-après.
   • Pour seulement ensemencer l’aquarium de destination : après quelques jours le substrat pourrait déjà être transféré vers une cuve temporaire pour parfaire l’implantation, ou dans l’aquarium dans la mesure où les nutriments sont présents et suffisants.
   • Pour préparer des supports bactériens vivants, destinés au démarrage d’un nouvel aquarium, poursuivre l’implantation en mer durant 2 semaines à un mois.
7. Nettoyer légèrement le substrat : éventuellement s’il est colonisé de nuisibles, mais conserver leur population bactérienne naturelle, voire également la méiofaune, autant que possible.
8. Récolter les bactéries : il n’est pas question ici de collecter spécifiquement telle souche mais plutôt l’ensemble de la colonie avec présente avec la biodiversité qui l’entoure. Introduire le substrat dans l’aquarium près des roches ou dans la cuve technique.

9. Cycle de colonisation des bactéries

La stabulation varie selon l’état des bactéries (en dormance, ou pas), l’objectif à atteindre. Il peut varier de quelques jours si l’on souhaite juste réaliser un transfert de bactéries à quelques mois pour une situation stable de l’aquarium.

1. Réhydratation (0 – 30 mn) : les bactéries en dormance sous forme lyophilisées se réhydratent dans un premier temps.
2. Réactivation métabolique (0 – 6 heures) : le réveil des fonctions cellulaires minimales (perception du milieu, réparation des structures internes).
3. Adaptation (6 – 12 h) : la cellule s’ajuste au nouvel environnement, active les gènes utiles, détecte les sources de nutriments et prépare la division. Elle interagit avec les surfaces (sédimentation, interactions électrostatiques) le contact est alors transitoire, réversible.
4. Adhérence (12 – 24 h) : les structures d’adhésion entrent en jeu. L’adhésion aux substrats est stable, irréversible. Les cellules sont actives mais pas encore en division exponentielle.
5. Colonisation :
   1. Formation du biofilm (> 24 h) : le début de la colonisation opère rapidement, surtout si l’eau est riche en matières organiques dissoutes ou en particules fines.
   2. Implantation (1 semaine) : les premières communautés bactériennes sont bien établies. À ce stade, les bactéries aérobies dominent souvent, notamment celles qui participent à la dégradation de la matière organique et au cycle de l’azote.
   3. Densification (2 à 4 semaines) : la colonisation bactérienne devient plus dense, et la diversité des espèces augmente. Les biofilms bactériens se forment, stabilisant les colonies bactériennes. Des bactéries anaérobies commencent à coloniser les zones plus profondes des substrats poreux, moins exposées à l’oxygène. Dans le cycle de l’azote, la nitrification devient plus active. Les bactéries convertissent l’ammoniaque en nitrite, puis en nitrate.
   4. Equilibre (4 à 8 semaines) : La colonisation bactérienne atteint un équilibre stable. Les bactéries nitrifiantes et dénitrifiantes sont bien présentes dans les substrats poreux. La profondeur de colonisation anaérobie peut varier de moins de 1 millimètre à plus d’un centimètre selon la finesse de la porosité et l’épaisseur du biofilm captant l’oxygène présent. À ce stade, le substrat est souvent suffisamment colonisé pour servir de base au maintien du cycle de l’azote dans un aquarium récifal.
   5. Résilience microbienne (2 à 3 mois) : dans la mesure où la population est augmentée progressivement, avec des polutions en rapport avec le développement bactérien, l’activité atteint son plein potentiel pour une maintenance stable et durable. Le microbiote de l’aquarium atteint une maturité fonctionnelle suffisante pour assurer la résilience microbienne, permettant d’absorber sans déséquilibre majeur les variations de charge organique ou les micro-pollutions.

En aquarium on peut en déduire les points suivants :

• Les bactéries commerciales (en dormance) nécessitent environ 12 heures pour adhérer et s’implanter efficacement. Durant ce délai, nous devons permettre aux souches de se fixer (écumeur et filtres déconnectés) et bien sûr sans être dégradées (traitements oxydants UV, ozone… stoppés). Sans quoi la colonisation sera probablement plus longue, à partir des quelques cellules épargnées.
• Introduire des biofilms à partir d’une préculture de 1 à 3 jours permet d’obtenir une population immédiatement opérationnelle, de ne pas stopper trop longtemps les équipements de filration et d’optimiser nos précieuses bactéries.

10. Sources de carbone

Des sources de carbone sont naturellement présentes dans l’aquarium ou ajoutées intentionnellement pour augmenter la population bactérienne :

10.1. Sources de carbone issues de l’aquarium

• Matières organiques dissoutes (DOM) : les déchets organiques produits par les poissons, les invertébrés et les coraux (excréments, déchets alimentaires, mucus), se décomposent en carbone organique dissous dans l’eau.
• Photosynthèse des algues : les algues (Chaetomorpha, Caulerpa) produisent des composés organiques (glucides…) constitués de carbone.

10.2. Sources de carbone ajoutées

Il existe un grand nombre de composés carbonés, les bactéries étant plus ou moins réceptives à certaines sources particulières. Le glucose semblerait plus efficace dans le dévelopement de bactéries fixant les phosphates. Des simulations en laboratoire ont révélé une prolifération de bactéries pathogènes en présence d’une forte augmentation de carbone organique. Bien évidemment, il n’est pas ici question de surdoser le carbone plus que nécessaire, mais seulement de retrouver un équilibre biologique. Dans la pratique le glucose et l’acétate sont souvent utilisés car facilement assimilables par une très grande variété de bactéries qui rencontrent régulièrement ces molécules issues de la lyse d’autres cellules vivantes.

Parmi les possibilités :

• Alcools : vodka à 40 % éthano;
• Sucres : monosacharides (glucose, fructose), disacharides (saccharose ou sucre blanc) et polysacharides (agar, alginates, amidon…);
• Acides aminés : privilégier les acides aminés essentiels (histidine, leucine, isoleucyne, lysine, méthionine, thréonine, valine) que les coraux ne synthétisent pas, ainsi que ceux utiles dans le métabolisme (arginine, glutamine, glycine, cystéine, tyrosine);
• Acides organiques : acétique (vinaigre), maléique, lactique;
• Hydrolysats de protéines dérivés de la décomposition des protéines;
• Formules commerciales telles que Red Sea NoPox..

La composition d’une recette de sources de carbone (ex. méthode VSV) peut être modulée pour obtenir une valeur énergétique cible. Il faut alors tenir compte de la quantité du composant et de sa valeur énergétique. Par exemple un carré de sucre de 6 g est l’équivalent de 96 ml de vinaigre à 7° et à 8,5 ml de vodka à 40°. L’article Carbone et aquariophilie récifale vous en dira plus.

11. Bloom bactérien causes, risques

Un bloom bactérien est une prolifération rapide et massive de bactéries dans l’eau, créant une apparence trouble ou blanchâtre. Ce phénomène est fréquent lorsque l’équilibre biologique est perturbé. Voyons ses causes et les risques associés en aquariophilie récifale :

11.1. Causes d’un bloom bactérien

• Excès de nutriments nitrates, phosphates : Les bactéries se multiplient rapidement en présence d’une surabondance de nitrates et phosphates qui peuvent provenir de suralimentation, de décomposition des déchets (aliments non consommés, excréments, etc.), des matières organiques en décomposition, comme des poissons morts non retirés.
• Excès de nutriment carbone : suite à un ajout volontaire de sources de carbone pour stimuler la croissance des bactéries (sucre, éthanol, acide acétique…), un excès de CO₂ (réacteur à calcaire mal réglé, réduction du pH) ou dans un espace mal ventilé, notamment quand le milieu est riche en nutriments.
• Ajout excessif de bactéries : quand il est massif, par exemple à partir d’une culture de bactéries.
• Manque d’oxygène ou déséquilibre chimique : Les niveaux d’oxygène bas ou un déséquilibre des paramètres de l’eau (pH, KH, température) peuvent provoquer instabilité et une mortalité laissant le champ à d’autres bactéries se développant rapidement.
• Perturbation du cycle de l’azote : dans aquarium nouvellement installé ou après une intervention majeure (changement d’eau massif, nettoyage des filtres biologiques, etc.).

11.2. Risques et effets associés à un fort dévelopement bactérien

Une augmentation rapide et importante de l’activité bactérienne, même sans relever de bloom prononcé, peut conduire aux effets suivants :

• Trouble de l’eau : l’eau trouble diminue la pénétration de la lumière dans l’aquarium et affecte la photosynthèse des organismes photosynthétiques (algues, zooxanthelles).
• Anoxie : Les bactéries consomment de l’oxygène pour se développer. Un bloom bactérien se traduit par la chute du redox. Il peut rapidement épuiser l’oxygène dissous (anoxie) dans l’eau et entrainer une asphyxie et la mort des poissons et des invertébrés, surtout la nuit quand les algues et les coraux n’en produisent pas.
  Dans un tel scénario, on devrait immédiatement augmenter le brassage, améliorer l’oxygénation (écumage) voire injecter des agents oxydants (oxygène, ozone, eau oxygénée) mais de manière réfléchie et maitrisée.
• Déséquilibre du cycle de l’azote et phosphore : ce déséquilibre peut se traduire par une baisse drastique des nitrates, voire une inversion des taux de nitrates et phosphates, entrainant l’apparition de cyanobactéries avec les effets collatéraux. Une baisse des bactéries nitrifiantes responsables de la décomposition de l’ammoniac et des nitrites, élève rapidement les taux à un niveau toxique mortel. Par ailleurs, une carence en phosphore ne permet plus les métabolismes des organismes vivants.
• Mort subite de bactéries : Si les conditions changent soudainement (par exemple, une diminution rapide des nutriments), une partie des bactéries peut mourir massivement, relâchant des matières organiques dans l’eau et augmentant les niveaux de toxines (ammoniac, nitrites) et de CO2 pouvant entrainer la mort des organismes présents.

Toutes les dispositions précédemment citées pour éviter le déséquilibre bactérien sont de nature à éviter un bloom.

12. Cultiver des bactéries massivement

12.1 Quand produire des bactéries en masse

La prolifération naturelle des bactéries dans un aquarium, avec les nutriments disponibles, de manière progressive et équilibrée, au rhytme des reproductions cellulaires, est préférable à toute autre méthode. On peut pourtant vouloir cultiver des bactéries en grande quantité en certaines occasions :

• Ensemencer des pierres inertes ou du sable lors du démarrage d’un aquarium ou d’un ajout de pierres sans perturber l’équilibre installé.
• Produire du bactérioplancton : pour nourrir certains invertébrés filtreurs, parfois azooxanthellés.
• Lutter contre des microrganismes : distibuer de façon maitrisée, surtout en fin de traitement, des bactéries sélectionnées comme bénéfiques afin de réoccuper l’espace conquis par des organismes indésirables (bactéries pathogènes, cyanobactéries, dinoflagellés…).

Produire des bactéries dans un récipient hors aquarium, quels que soient les dosages de carbone, na pas d’impact sur l’aquarium. En effet, on introduit dans ce dernier essentiellement des bactéries et peu de carbone proportionnellement au bac. Attention ! Pratiquée de manière inconsidérée, l’introduction massive de bactéries dans l’aquarium présente toutefois les risques précédemment cités. Il convient de procéder par étapes en introduisant peu au début. Il est impértif d’observer les effets à court terme sur le bac et les occupants (coraux…), de d’observer la tendance du pH, de mesurer les taux de nitrates et phosphates, et de les maintenir à niveaux corrects. Dans ces conditions, cette méthode a contribué à éradiquer une forte invasion de dinoflagellés Prorocentrum et Amphidinium pour retrouver quelques jours plus tard une situation gérable évoquée dans Eliminer les dinoflagellés en aquarium récifal..

12.2 Comment produire des bactéries en masse

Un protocole pour favoriser une croissance bactérienne importante tout en gardant un écosystème stable peut se dérouler ainsi :

1. Remplir d’eau de l’aquarium un récipient en matériau inerte.
2. Le placer à température de l’aquarium, dans la cuve technique ou chauffage individuel.
3. Oxygéner avec un bulleur.
4. Introduire des supports bactériens éventuellement : par exemple un produit que l’on pourra essorer tel qu’une mousse à cellules ouvertes, une éponge, un treillis en plastique compatible (PP, PS…).
5. Ajouter une ou plusieurs compositions concentrées de bactéries du commerce ou prélevées par ailleurs.
6. Ajouter quotidiennement des nutriments carbone pour multiplier les bactéries hétérotrophes
   1. Alcool : Une dose régulière d’alcool (vodka), 5 ml pour 5 litres d’eau.
   2. Acide acétique : une dose régulière de vinaigre blanc, 5 ml pour 5 litres d’eau.
   3. Sucre : 6 g de sucre blanc pour 5 litres
   4. Acides aminés : environ 5 ml pour 5 litres d’eau. Il s’agit d’une base approximative sans connaissance du contenu.
   5. Produits commerciaux contenant des sources de carbone, voire des enzymes (Bioptim, NoPox, UltraBack,
7. Prélever 1/3 de la culture : à partir de 3 jours la population est suffisamment développée pour utilisation.
8. Utiliser la culture : selon l’usage la culture peut être utilisée en totalité (ensemencement de pierres inertes) ou partiellement en dosant ou essorant l’éponge.
9. Entrenir la culture et, si besoin, poursuivre les étapes.
10. Remplacer par 1/3 d’eau de l’aquarium pour entretenir la population.
11. Ajouter les nutriments quotidiennement :
    1. Sources de carbone : comme ci-dessus
    2. Sources de nitrates et de phosphates. Par exemple : remplacer 1/3 de l’eau par celle de l’aquarium, ajouter de petites quantités de nourriture, d’engrais spécifiques pour bactéries ou bien des adjuvants tels que Nitrate+ et Phosphate+.
12. Surveiller la production : présence de biofilm sur les parois et supports, trouble de l’eau, agrégats bactériens flottant… La production étant dissociée de l’aquarium, il n’y a pas de risque en cas de surproduction.
13. Ajuster les dosages de nutriments dans la culture en conséquence.
14. Surveiller les effets dans l’aquarium : observer le comportement des occupants, l’état des décores. Mesurer régulièrementlesles taux de NO₃ et PO₄ et ajuster la quantité de bactéries en conséquence.

Culture de bactéries en bac annexe.

Sujet complexe et vaste, j’espère que ces microorganismes auront moins de secrets pour vous.

En savoir plus

• 1: The Core Microbiome of a Saltwater Aquarium – Aquabiomics
• 2 : How Aquarium Microbiomes Differ – Aquabiomics.
• 3 : Insights into the coral microbiome: Underpinning the health and resilience of reef ecosystems – David G. Bourne, Kathleen M. Morrow, Nicole S. Webster
• 4 : System-level analysis of metabolic trade-offs during anaerobic photoheterotrophic growth in Rhodopseudomonas palustris
• 5 : L’holobionte et l’équilibre invisible : les bactéries dans l’aquarium récifal marin – Nicola Lo Duca. BEA, 05/2025

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1. Modèle de base du bricolage

J’ai utilisé un modèle chinois de bon rapport qualité prix, extra large, de surface 12 x 6,5 cm, prévu pour des épaisseurs de verre jusqu’à 15 mm, à une douzaine d’euros (il y a quelques années). Il présente de bonnes caractéristiques de flottabilité et d’aimantation pour mon vitrage en 12 mm.

Le modèle utilisé n’est plus disponible depuis, probablement remplacé par le modèle ci-contre. Le principe du bricolage reste d’actualité.

Cependant le porte lame du modèle utilisé s’est avéré peu rigide les lames inox proposées très déformables et leur inclinaison pas satisfaisante. La qualité du nettoyage n’était pas parfaite. De plus, il n’était pas proposé de lames de rechange. D’où l’idée de réaliser un porte-lame adaptable sur ce modèle et acceptant des lames standard rigides trapézoïdales du commerce de bricolage.

2. Conception du porte lame

Je me suis inspiré de la forme des grattoirs à main utilisés en bricolage, si efficaces. Les contraintes liées à une impression 3D n’ont pas rendu les choix faciles. Quelques prototypes ont dû décider du matériau, des jeux, des inclinaisons, des lumières, du mode de clipsage, de sa résistance…

3. Réalisation

3.1. Impression 3D

La pièce est positionnée pour réunir de bonnes conditions d’ébavurage : face de la lame horizontale (schéma ci-contre).

Réglages : matériau PETG, qualité 0,3 mm, avec support,

Pour les amateurs, ci joints les fichiers d’impression dans le Dossier zip de fichiers 3D STL et 3mf. Le fichier 3mf contient les réglages utilisés.

3.2. Résultat

Le résultat après post traitement (ébavurage des supports et bavures) est assez brut, mais la pièce est opérationnelle.

4. Utilisation

La lame se fixe facilement et reste bloquée en place. Elle se retire également aisément.

Un jeu permet son auto-alignement et son application totalement contre la vitre. Le nettoyage des algues et corallines se réalise en un seul passage. Le grattoir ne bloque pas de grains de sable à son contact. Bien qu’acérée, la lame ne présente pas de risque pour le joint.

Ces lames en acier trempé rouillent après quelques jours, même après rinçage. Elles doivent être remplacées après quelques utilisations.

Mission accomplie !

Dernier point, ne pas hésiter à ranger le grattoir, si moche quand il est laissé dans le bac.

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1. Les rayons ultraviolets (UV)

Les avantages du traitement par rayonnement UV sont connus. Pour mémoire, le soleil émet 5 % de son rayonnement sous forme d’ondes UV (les ultraviolets) plus courtes que la lumière violette du spectre visible. Les rayons UV de 390 à 100 nm, se déclinent en UV-A (400-315 nm), UV-B (315-280 nm) et UV-C (280-100 nm). La couche d’ozone laisse passer essentiellement des UV-A et une petite proportion d’UV-B. S’ils sont nécessaires en petite quantité pour l’homme, ils sont dommageables en exposition prolongée, et l’humain doit s’en protéger avec des lunettes, des crèmes protectrices… Plus la longueur d’onde du rayonnement UV est courte, plus elle a d’énergie, et plus elle est dangereuse pour les organismes, c’est dire que les UV-C sont très dangereux. Leur usage impose de s’en préserver par tout moyen.

2. Résistance des microorganismes marins

Les UV-C agissent sur les acides nucléiques (ADN/ARN) de la plupart des cellules (bactéries, virus, protozoaires…). Ils endommagent le matériel génétique des microorganismes les empêchant de se reproduire et/ou d’assurer une partie de leur fonction métabolique. On parle d’inactivation du microorganisme. L’UV-C détruit les microorganismes avec un pic d’efficacité vers 257 nm, longueur d’onde des lampes destinées à la stérilisation.

Bien que naturellement non exposés aux UV-C et donc sans défense naturelle, les microorganismes marins résistent plus ou moins selon leurs mécanismes de réparation de l’ADN, de la production de pigments protecteurs, de leurs structures protectrices et de leur production d’antioxydants.

Les virus, les bactéries pathogènes communes et certains champignons sont plus vulnérables. Les microorganismes tels que les dinoflagellés, ostracode, nématodes ont une résistance à peine meilleure. Les mécanismes de protection (exosquelettes, pigments protecteurs) et de réparation de la méiofaune benthique (amphipodes, copépodes…), bien que plus performants, n’assurent apparemment pas une résistance suffisante pour les protéger complètement contre une exposition à peine plus intense.

2.1. Dose d’inactivation

Les dinoflagellés peuvent éprouver des difficultés à se reproduire lorsqu’ils sont exposés à une dose de rayons UV suffisamment élevée pour causer des dommages et inhiber la reproduction, mais pas au point de provoquer leur mort immédiate. Cette dose non létale est dite d’inactivation. Cela peut se manifester par une réduction du taux de division cellulaire, des anomalies dans le processus de mitose, ou des mutations qui inhibent leur capacité à produire des descendants viables.

L’effet exact dépend de plusieurs facteurs, tels que l’espèce du dinoflagellé, la durée d’exposition, l’intensité des UV, et la capacité des cellules à à réparer les dommages causés par les UV-C. Cependant ce dosage peut ne pas être totalement efficace pour plusieurs raisons :

• Effet limité : L’irradiation UV à une dose non létale peut inhiber la reproduction de certains dinoflagellés, mais elle ne les tue pas directement. Cela signifie que les dinoflagellés irradiés peuvent survivre et, dans certains cas, récupérer avec le temps, ce qui limiterait l’efficacité de la méthode pour réduire leur population de manière significative.
• Réparation de l’ADN : Certaines espèces de dinoflagellés ont des mécanismes de réparation de l’ADN assez robustes, ce qui pourrait leur permettre de se remettre des dommages causés par l’exposition aux UV et de recommencer à se reproduire.
• Hétérogénéité de l’exposition : Il est difficile de garantir que tous les dinoflagellés reçoivent une dose uniforme de rayons UV. Certains peuvent être exposés à des doses insuffisantes pour affecter leur reproduction, tandis que d’autres peuvent être surexposés, ce qui complique la gestion de leur population.

Je n’ai pas trouvé d’étude spécifique sur la dose d’inactivation des dinoflagellés. Elle pourrait être de l’odre de 10 J/m² maximum.

Dose létale

La quantité d’énergie UV-C nécessaire pour tuer, dépend du type de microorganisme. Il existe peu de données exploitables en aquariophilie marine. On pourra retenir les approximations les doses suivantes :

• Champignons, bactéries : 10 à 200 J/m². La règlementation française impose 205 J/m² pour la potabilisation de l’eau.
• Virus : environ 50  J/m².
• Protozoaires : 50 à 200 J/m².
• Vers parasites, nématodes : 200 à 1000 J/m²
• Algues vertes, brunes : de 50 à 3000 J/m²

2.3.Effets secondaires

L’exposition aux UV pourrait affecter d’autres organismes présents dans l’environnement, en perturbant les écosystèmes aquatiques et en causant des dommages à des espèces non ciblées, y compris des micro-organismes bénéfiques.

L’usage montre que ces effets sont tolérables. Selon la méthode décrite, le déséquilibre bactérien n’affecte pas la dénitrification ni la résistance des coraux. La microfaune et méiofaune ne semble pas atteinte au point d’affecter son impact sur le fonctionnement de l’aquarium.

3. Objectifs et principes du "balai UV"

L’objectif initial est de traiter sous rayonnement UV-C, les dinoflagellés qui se regroupent au fond de l’aquarium, notamment sur le sable, au plus fort de l’éclairement dans la journée, tels que les genres Amphidinium, Prorocentrum et en partie Ostreopsis.

Le principe, initialement proposé et commenté par Moe Kayed dans le groupe Facebook Mack’s reef…Dinoflagellates support group! est d’exposer les organismes benthique à une lampe UV-C que l’on balaye sur le fond de l’aquarium, par étapes durant lesquelles on l’immobilise quelques secondes, et de répéter ce scénario sur toute la surface et plusieurs jours.

L’irradiation UV-C n’atteint pas les organismes enfouis. Ainsi, ce traitement n’assure pas d’éradiquer définitivement les cellules, mais s’il les réduit progressivement, ce n’est pas négligeable. Il a l’avantage de ne pas introduire de produits chimiques parfois contestables. Son usage superficiel et local ne devrait pas non-plus déstabiliser notablement la méiofaune benthique. La faune bactérienne non atteinte occupera vite de nouveau le terrain perdu.

4. Offre commerciale et DIY

Cet type d’équipement est proposé aux US par la société  3DReefing. Celle-ci peut maintenant livrer en Europe, pour un tarif très modique, en commandant sur sa page de commandes destinées à l’international, les accessoires : le boitier et l’extension. Pour obtenir le balai complet, il suffit de commander en VPC, pour une quinzaine d’euros, une lampe UV-C 11 ou 13 W, longueur 23 cm avec prise EU 230V (ci-contre) adaptable au boitier.

Le concepteur Moe Kayed propose une video du mode d’emploi ainsi que les fichiers pour impression 3D Sand Bed UV Sweeper by 3DReefing sous licence Creative Commons (non commerciale).

5. Réalisation DIY

Aucun équipement n’étant disponible au moment de mes tests sur le marché européen, j’ai bricolé le mien.

5.1. Choix de réalisation

Pour un volume de 1000 litres j’ai souhaité traiter la plus grande surface possible. L’encombrement doit cependant permettre d’accéder entre les éléments du décor. L’appareil doit être maniable, léger et permettre de s’approcher au plus près du décor, voire sous les roches.

Je soumets ici une version de mon prototype réalisé en partie avec de la tuyauterie PVC et quelques pièces en impression 3D. Le balai UV-C est constitué d’un carter d’encombrement de longueur 247  mm, largeur 70 mm et 37 mm de hauteur, et d’un manche, en deux parties emboitées de 400 mm, pouvant s’orienter selon le besoin.

5.2. Composants

Reconnaissant envers Moe Kayed, concepteur du système, pour sa communication, et respectueux de ses efforts de développement et de commercialisation, je me limiterai ici à la description de ma réalisation, sans fichier d’impression 3D.

Le PETG est préférable pour sa meilleure tenue aux UV (carter, embouts) et indispensable pour les éléments mécaniques sollicités (vis, écrou, serre-câble).

Composants du Balai UV

Composant	Couleur
Lampe UV-C :   pour traiter l’aquarium de 1000 litres, j’ai opté pour un modèle 13 W, 230 V, longueur 240 mm, étanche IP68. C’est un compromis entre surface traitée et encombrement pour passer entre le décor. Une lampe de 11, 9 ou 7 W pourra convenir pour un aquarium plus petit. L’efficacité sera la même, la surface traitée à chaque application seulement plus restreinte. Le câble 1,80 m, un peu court pour 63 cm de hauteur d’eau, avec prise EU est doté d’un interrupteur marche / arrêt. La durée de vie d’une lampe, de 3500 à 10000 heures n’est évidemment pas un point critique.
Carter : réalisé à partir d’un tube évacuation PVC 40 mm ép. 2 mm. Il est scié sur la longueur, ramolli au pistolet à air chaud, puis conformé en V pour s’insérer dans les deux flasques latéraux ci-dessous. J’ai préféré utiliser un tube PVC, facilement disponible et économique plutôt qu’une longue impression 3D.
Deux embouts : un (fichier Embout.STL) pour fermer un bout du carter. un fichier Embout-fil.STL avec une bride percée pour fixer la canne de maintien. Le carter est pincé et collé à la colle cyanoacrylate dans les rainures. Ils assurent le maintien de la lampe UV en position. Impression 3D : PETG, qualité 0,3 mm ; face pleine sur plateau ; sans support.
Carter alternatif : option remplaçant le carter et les embouts ci-dessus. Impression 3D : PETG, qualité 0,3 mm ; ouverture sur plateau ; sans support ; 9 h à 80 mm/s
Manchon : pour insérer le manche de maintien. Impression 3D : PETG ; qualité 0,3 mm ; ouverture sur plateau ; sans support.
Vis M8 de serrage : maintien le manche en position inclinée. Impression 3D : PETG ; qualité 0,3 mm ; tête de vis sur plateau ; sans support.
Ecrou M8 moleté. Impression 3D : PETG ; qualité 0,3 mm ; molette sur plateau ; sans support.
2 Manches de maintien un premier tube PVC électricité IRL diamètre 16×14 mm longueur 350 mm est emmanché et coulisse dans le second tube. un second tube PVC rond diamètre 18 x 16 mm longueur 400 mm (magasin de bricolage) lui-même bloqué (collé) dans le manchon.
3 fixe-câbles : pour le maintien du câble électrique Impression 3D : PETG ; qualité 0,3 mm ; sans support.
Joint plat élastomère : diamètre 24 x 8 mm ép. 1 mm. Placé entre la bride et le manchon il améliore le coefficient de frottement et maintien plus facilement le manche en position inclinée par un serrage modéré des vis et écrou en plastique. Un élastomère SBR ou mieux EPDM convient au contact d’eau de mer. On pourra également découper le joint dans une chambre à air en élastomère butyl qui convient tout autant.
Connecteur étanche IP68 : Afin d’augmenter la longueur du fil en amont de l’interrupteur en présence d’aquariums de grande hauteur. La référence LD12 ci-contre, pour câble électrique diamètre 3 à 6,5 mm, s’avère étanche à l’usage.

6. Mode d’emploi

6.1. Sécurité

Les UV-C présentent des risques particulièrement importants pour tout individu du monde vivant : humains, animaux et algues, même en utilisation occasionnelle. Il convient de respecter impérativement quelques règles.

• Ne jamais exposer les yeux. Ils sont particulièrement sensibles aux rayons UV. Une exposition de quelques secondes peut provoquer des affections temporaires : conjonctivite et photokératite douloureuse  Pour ce, utiliser, non pas des lunettes de soleil, même classe 4 ni UV400 qui ne filtrent pas suffisamment, mais des lunettes spécifiquement prévues contre les UV-C.
• Opérer en l’absence de toute autre personne ou animal de compagnie.
• Eviter les expositions à la lumière directe voire celle réfléchie. La peau est sensible une exposition légère peut provoquer un érythème, des rougeurs de type coup de soleil, et affecter le système immunitaire après des expositions répétées. Utiliser des vêtements couvrants (manches…).
• Eteindre la lampe avant déplacement.
• Appliquer la lampe totalement sur le fond avant son allumage.
• Ménager les poissons ainsi que toute la faune et la végétation non concernées par le traitement.

6.2. Durée d’exposition du balai sur chaque surface à traiter

Le mode de traitement UV-C peut prendre deux options :

• Désactiver la reproduction des dinoflagellés : la durée d’exposition est courte, la durée du traitement plus longue, présente un moindre risque de tuer la méiofaune.
• Tuer les dinoflagellés : la durée d’exposition plus longue dans un traitement plus court permet d’assurer plus rapidement une forte mortalité au risque de tuer une partie de la méiofaune.

6.2.1 Durée de désactivation des dinoflagellés

Selon les retours d’aquariophiles, une exposition de l’ordre de 10 à 20 secondes avec des lampes bon marché, permettrait d’atteindre l’objectif de désactivation/stérilisation des cellules. Les dinofflagellés atteints n’étant pas en mesure de se reproduire dans les jours qui suivent, leur poulation diminue au fil du temps. Un balayage régulier, très lent de la lampe au dessus du sable semble suffire pour éradiquer l’invasion en moins d’un mois.

6.2.2 Durée d’exposition létale

6.2.2.1. Durée létale théorique

Les microorganismes marins ne peuvent mourir qu’après une exposition à une dose létale d’irradiation UV-C. Cette dernière dépend de la radiation inhérente au matériel et de la durée que l’on doit adapter en conséquence. Passons en revue les divers paramètres en jeu avec la lampe UV 13 W décrite ci-dessus comme exemple.

• Puissance lumineuse (W) émise par la lampe. Elle dépend de deux facteurs :
  • Rendement lumineux de la lampe. Environ 30 % de la puissance électrique est transformée en lumière. Ainsi une lampe de 13 W électrique délivre 13 x 0,30 = 3,9 W de lumière.
  • Proportion de lumière utilisée : le tube illumine sur 360° mais n’éclaire directement que suivant un angle de 110° permis par le carter, soit 30 % de l’éclairement total.

  Ainsi, du tube UV-C de 13 W nous exploitons une puissance lumineuse de 13 W x 0,30 x 0.30 = 3,9 x 0,30 = 1,17 W.

• Irradiation atténuée (I) : elle dépend de la puissance lumineuse répartie sur la surface éclairée, atténuée par la transparence de l’eau.
  • Surface éclairée :
    La lumière directe issue du tube UV-C, sur une longueur de 15 cm, couvre une largeur de 5 cm soit une surface de 15 x 5 cm soit 0,0075 m² .
  • Irradiation initiale : (I₀) est 1,17 W / 0,0075 m² = 156 W/m².
  • Atténuation
    L’irradiation (I_x) atténuée du faisceau initial (I₀) à la distance (x) peut s’évaluer par la loi de Beer-Lambert (I_x)  = I₀.e^-kx .
    Le coefficient d’atténuation (k) pour une eau relativement cristalline est de l’ordre de 0,2 cm⁻¹ (20 m⁻¹).
    La distance (x) de la source de lumière à l’organisme avec cet équipement est en moyenne 1,7 cm (0,017 m).

  Dans notre cas, l’irradiation atténuée est donc (I_1,7 cm) = 156 x e^-0.2×1,7 = 156 x 0,71 = 111 W/m².

• Dose létale (D) : Elle est le produit de l’irradiation par la durée d’exposition. L’effet létal peut donc être obtenu par une irradiation faible et longue ou plus forte et courte. Concernant les dinoflagellés dont la biomasse est nettement supérieure à une bactérie, la liste citée auparavant permet de viser une dose létale cible 1000 J/m^2.
• Temps d’exposition létal (t) : la durée d’exposition minimale pour atteindre la dose d’irradiation létale dépend de la dose létale divisée par l’irradiation. Le temps d’exposition en secondes est t (s) = D​ (J/m²) / I(x) W/m².
  Soit dans notre cas pour des dinoflagellés t = 1000 J/m² / 111 W/m² = 9 s.
  Des temporisations de dix secondes devraient théoriquement suffire. Il s’agit là d’une approximation.

6.2.2.2. Vérification pratique de la durée d’exposition létale

Les premières observations au microscope ont déterminé qu’une exposition de 10 à 20 secondes n’affecte en rien les dinoflagellés à court terme. Les caractéristiques de la lampe seraient-elles erronées, ou bien les dinoflagellés plus résistants ?

La durée létale a donc été déterminée expérimentalement au microscope après plusieurs durées d’exposition. Le prélèvement liquide déposé sur la lamelle du microscope a été irradié hors eau, en trois endroits du tube : au milieu (A), en position intermédaire (B) et en bordure du tube UV-C (C). Le taux de mortalité a été évalué approximativement sur plusieurs tests reproduits.

La figure montre qu’une durée d’exposition de 2 minutes est finalement nécessaire pour garantir un taux de mortalité de 90 % mini en tous points du tube. J’ai pu noter qu’à cette exposition, des organismes plus gros tels que des nématodes et ostracodes sont restés en vie.

Après exposition de 2 minutes au point B, l’observation au microscope dévoile que les cellules sont devenues inertes à plus de 95%.

6.3. Fréquence du traitement

Contrairement à un traitement biocide tel que le chlore, l’UV n’a pas d’effet de rémanence. C’est à dire que si le matériel génétique du microorganisme est peu endommagé, il aura la capacité de le réparer et alors se multiplier à nouveau. D’où l’intérêt de respecter une durée d’exposition suffisante (selon le choix de désactiver ou de tuer les dinoflagellés) plutôt que plusieurs trop courtes qui resteront sans effet.
Par ailleurs les microorganismes non directement éclairés, protégés par des grains de sable, ne sont pas exterminés. Tous les organismes visés ne seront donc pas atteints. Il faut renouveler le traitement plusieurs fois selon le niveau d’infestation.

7. Test sur les dinoflagellés

Le dinoflagellé du genre Prorocentrum a la particularité de se regrouper sur le fond du bac (sur le sable, mais pas dans le sable). Les regroupements forment alors des taches sombres très visibles. Prorocentrum sp. est un bon candidat pour ce type de traitement. Les observations au microscope dévoilent également sur le sol une forte quantité de cellules d’Ostréopsis sp.

7.1. Le matériel

Le modèle 13 W s’avère nécessaire pour traiter la surface d’une cuve de 1000 litres. Une lampe à deux tubes pourrait être envisagée. Les manœuvres autour du décor aéré ne sont pas toujours faciles, mais possibles. La forme du carter en V permet de bien s’en approcher. La longueur du fil est un peu courte pour un aquarium de 63 cm de hauteur d’eau. J’ai ajouté une rallonge avec connexion IP68. La canne de maintien emmanchée et l’articulation s’avèrent pratique. Le carter couvre bien le sol sableux de telle sorte qu’il n’en sort aucun rayon. Associé à l’interrupteur, le risque d’exposition aux radiations UV-C s’avère finalement très faible. Cela ne doit pas altérer notre vigilance.

7.2. Utilisation

S’assurer que l’installation électrique est aux normes et dispose notamment de sécurité indispensable pour protéger l’humain (interrupteur différentiel).

1. Opérer au plus fort du développement des dinoflagellés, c’est à dire en milieu d’aprés midi, avant que la lumière décline.
2. Avant de procéder à la désinfection du sol, évacuer les dinoflagellés des supports, avec une pompe. Procéder de manière inverse contribuerait à recoloniser le sol trop rapidement.
3. Appliquer la lampe sur les taches et l’allumer :
   • durant 20 secondes pour les désactiver (non testé)
   • durant 2 minutes minimum pour tuer un maximum de dinoflagellés

   puis l’éteindre. Dans la pratique, j’ai fréquemment réglé le minuteur à 5 minutes. Les taches de dinoflagellés ternissent après traitement. Dans mon cas la couleur vire de marron rougeâtre à brun mat.

4. Progresser ainsi :
• balayer lentement pour désactiver les dinoflagellés.
• par étapes pour les tuer.
5. Renouveler le traitement plusieurs jours et dès l’apparition d’ilots. Les dinoflagellés reviennent mais beaucoup plus lentement et bien moins nombreux.
6. Verifier l’éfficacité du traitement au microscope. Il faut compter environ 1 mois pour une quasi éradication d’un aquarium bien envahi.

7.3. Efficacité

• Un traitement journalier durant une semaine a permis de réduire très notablement les tâches de dinoflagellés. Les jours qui suivent révèlent quelques réaparitions vite maitrisées. Les traitements deviennent plus brefs et bien moins fréquents.
• Contre toute attente, après 10 jours je constate également une nette régression des Ostreopsis sur les roches. Les filaments longs et bulleux ont quasi disparu. Les séances de tempête avec la pompe sur le décor soulèvent bien moins de résidus. Le décor devient plus clair ou recouvert par des algues vertes enfin visibles. Ce phénomène a également été relaté par des utilisateurs aux US.
• Je n’ai pas constaté d’évolution des NO3 et PO4. L’activité bactérienne n’a pas dû évoluer notablement.
• Le redox a augmenté progressivement depuis le début du traitement passant en 10 jours de 250 mV à 380 mV. Signe d’une réduction des déchets, semble-t-il en liaison avec la réduction des cellules en décomposition de dinoflagellés.
• Après 10 jours, je constate une nette reprise des coraux en meilleure santé : les LPS se gonflent mieux, les tissus de ceux maltraités lors des traitements antérieurs se reconstruisent, ils retrouvent leurs couleurs. Les polypes des SPS s’ouvrent plus facilement, je constate un front de croissance et des polypes terminaux naissants.
• De même que les chirurgiens Acanthurus leucosternon, Zebrazoma desjardini et Z. scopas se remettent à brouter les algues du décor.
• …
• Après une absence de 10 jours, j’ai pu constater à mon retour une forte recrudescence des dinoflageléls sur le sable et le décor. Ce, malgré l’ajout régulier de bactéries.
• La reprise du traitement UV-C a vite permis de retrouver une situation gérable. En complément, la culture de bactéries selon l’article Cultiver des bactéries pour aquarium récifal, introduites massivement s’est soldée par la quasi éradication des dinoflagellés sur le sable et les décors, comme jamais depuis 1 an.

D’après mes lectures, les retours d’utilisateurs du balai UV aux US, dans des conditions similaires, semblent plus optimistes, avec une éradication en seulement 3 semaines. Je ne sais quoi en penser. Même si la bataille n’est jamais acquise, le seul fait de passer régulièrement le balai UV, associé aux bactéries, a redonné à mon aquarium un aspect que je n’avais pas connu depuis logntemps et l’espoir de pouvoir enfin revivre les plaisirs de l’aquariophilie récifale.

En savoir plus

• Résistance de différents micro-organismes aux UV-C (254 NM)

Images liées:

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On a beaucoup dit ou écrit sur les dinoflagellés. Les espèces susceptibles d’envahir un aquarium récifal sont diverses et leur éradication a pu parfois être menée sans trop de difficulté, rapidement et avec de seuls moyens biologiques, que nous engageons chacun à privilégier.

Pour autant, ces organismes, si petits soient-ils, et plus fréquemment qu’on le pense, envahissent parfois l’aquarium au point que les méthodes classiques s’avèrent inefficaces sur le long terme. L’article Eliminer les dinoflagellés en aquarium récifal permet de mieux appréhender ces organismes et définit les différents moyens habituellement mis en œuvre. L’eau oxygénée en est un. J’ai voulu l’expérimenter dans ses retranchements.

1. Risques liés à l’utilisation de H₂O₂ en aquarium communautaire

Est il besoin d’alerter sur le fait que l’usage du peroxyde d’hydrogene H₂O₂ n’est pas d’usage courant en aquariophilie, et qu’il présente des risques pour l’aquarium, ses habitants et l’aquariophile lui-même. Je vous conseille de lire l’article Peroxyde d’hydrogène H₂O₂ en aquariophilie récifale avant d’aller plus loin.

Non H₂O₂ ne tue pas tout ! Le corail étant un peu plus résistant à l’eau oxygénée que les dinoflagellés, il existe une petite marge exploitable pour leur lutte. L’eau oxygénée est un moyen d’action ulttime, quand tout ce qui est possible est resté sans succès, lorsque les options biologiques sont sans effet, que l’on a beaucoup perdu et que l’on atteind un niveau de désespoir proche de l’abandon.

Le risque majeur est de perdre les organismes les plus sensibles qui focalisent notre maintenance : les invertébrés et notamment les coraux.

Les coraux réagissent aux stress environnants.

• Ils sont en mesure de produire une activité antioxydante et de l’augmenter en présence de stress oxydatifs.
• A contrario ils peuvent également produire H₂O₂ en réaction à des agressions diverses (parasites, algues allélopathiques…).

On retiendra que la présence de peroxyde d’hydrogène n’est pas étrangère au corail. Ce produit chimique fait partie de son arsenal biochimique naturel. Il sait le gérer en partie et présente un certain niveau de résistance. Cet aspect permet d’ailleurs aux aquariophiles de traiter leurs boutures contre les parasites et algues, en bain concentrés et brefs.

La résistance du corail reste toutefois limitée. Au-delà d’un certain seuil de stress oxydatif lié à la concentration et la durée d’exposition, on peut constater un blanchissement des coraux, leur affaiblissement, un déséquilibre microbiologique et des dommages aux tissus entraînant des nécroses les tissus coralliens se dégradent de manière parfois irréversible pouvant conduire à sa mort.

D’autres organismes sont affectés

Même si les tests préliminaires permettent d’envisager une plage de concentration acceptable pour de nombreux organismes, il est probable que des bactéries (non détectables au microscope) sont affectées. Les cycles de l’azote, du phosphore sont alors déstabilisés. Le microbiome hébergé par le corail est potentiellement affecté.

2. Observations préalables

Aucun aquariophile ne souhaite s’engager dans un traitement chimique et ce, d’autant plus qu’il n’existe aucun retour sur l’utilisation du H₂O₂ très oxydant dans un aquarium hébergeant poissons et invertébrés. De nombreuses lectures ont orienté mes premiers tests en bains annexes. J’ai dû les recommencer plusieurs fois pour en vérifier la reproductibilité, la fiabilité et améliorer les méthodes.

2.2. Observations au microscope sur la résistance des dinoflagellés

Les observations sous microscope ont permis de quantifier les concentrations létales selon la durée d’exposition.

Pour une meilleure compréhension par les aquariophiles, tout ce qui suit est exprimé en pourcentage d’eau oxygénée 10 volumes (H₂O₂ 10V). Il s’agit d’eau oxygénée à concentration 3 %. Rien n’empêche d’utiliser une eau oxygénée ayant un pouvoir oxydant plus important : 30V (9%), 40V (12 %)… 130V (35 %). Par exemple, pour utiliser de l’eau oxygénée H₂O₂ 30V (9%) il suffit de diviser la dose préconisée H₂O₂10V par 3. Dose H₂O₂ 30V = dose H₂O₂ 10V / 3. Autrement dit, 30 ml H₂O₂ 10V = 10 ml H₂O₂ 30V

2.2.1. Méthode habituellement préconisée, inefficace

Le traitement à l’eau oxygénée habituellement proposé en aquariophilie est 2,7 ml H₂O₂ à 3% (10 Vol) par 100 litres par jour (1 ml / 10 gal) soit 0,0027 % H₂O₂ 10V. Il s’agit d’un très faible dosage qui ne présente pas de risque de manipulation et ne nuit pas aux organismes. Malheureusement les observations au microscope montrent que ce dosage est inefficace sur les dinoflagellés, quels qu’ils soient. En effet, on ne relève aucune mortalité. Il faut le considérer plutôt comme une simple contribution à l’assainissement général.

2.2.2. Tests de H₂O₂ sur des micro-volumes

Fort du constat ci-dessus, en l’absence d’informations, j’ai voulu savoir si des dosages plus concentrés pouvaient être efficaces sans nuire au fonctionnement du bac et à la santé des autres habitants. De longs mois j’ai observé au microscope, sur de petits volumes, la résistance des dinoflagellés (Procentrum et Ostreopsis) à des concentrations diverses d’eau oxygénée 10V. A ce stade, les observations sont liées à des conditions particuilières. Elles diffèreront des dosage en aquarium comme on le verra. Je les résumerais ainsi :

2.2.3. Observations en aquarium

Ces données ont permis des premiers tests grandeur nature dans des aquariums de volumes plus importants et peuplés d’une faune représentative…

Les effets s’avèrent moins importants sur les dinos en aquarium que dans les petits volumes de test. Cela peut s’expliquer par le fait que la biomasse dans un aquarium est proportionnellement plus importante. Elle mobilise le peroxyde d’hydrogène qui atteint moins les dinoflagellés, lesquels ne représentant qu’une infime partie de cette biomasse. D’autre part les dinoflagellés, agglomérés en mucilages sont mieux protégés de l’eau oxygénée. Cet aspect soulève l’importance de bien brasser dans tous les recoins lors du traitement.

Ce tableau révèle que la meilleure chance d’éradiquer les dinoflagellés directement en aquarium au taux 0,15 % s’avère risquée pour une partie des coraux. Le taux de 0,10 % semble plus raisonable, à moindres risques dans les conditions du protocole qui suit.

3. Traitement de l’aquarium

1.2.1. Objectifs et naissance de la méthode

Ce protocole de traitement a pour objectif de tuer les dinoflagellés, quels qu’ils soient, sans nuire à la majorité des autres organismes de l’aquarium, ni à son fonctionnement. Et tant mieux s’il peut permettre de s’affranchir d’autres traitements tels que l’usage de silicates, fastidieux, long, inesthétique, au effets inégaux et parfois décevants.
Le traitement a pour effet secondaire de faire régresser de nombreuses algues envahissantes sans toutefois agir à long terme sur les filamenteuses.

1.2.3. Situation avant traitement dans l’aquarium communautaire

Au moment de décider d’utiliser le peroxyde d’hydrogène à un taux inhabituel et relativement important, malgré 20 ans de récifal, j’étais confronté depuis 6 mois à un déséquilibre général du bac de 1000 litres. Une première dérive chimique lié à un taux de nitrates régulièrement bas, proche du zéro, et trop longtemps. Un déséquilibre biologique a suivi et s’est installé, même après avoir retrouvé des paramètres chimiques très satisfaisants à l’ICP. Ainsi se sont enchaînées des invasions de cyanobactéries, d’une succession d’épisodes de dinoflagellés avec Ostreopsis, puis Prorocentrum puis les deux.

Il va sans dire que j’ai tenté d’y remédier, biologiquement avec les brouteurs ; physiquement avec un entretien constant et épuisant. Si les black-out et l’UV ont permis de contenir Ostreopsis (sans l’éradiquer vraiment sur le long terme), Prorocentrum n’a jamais fléchi avec les traitements aux silicates. Le moindre relâchement se soldant par un retour au point de départ. J’ai béni mes choix de réaliser des décors et des coraux facilement démontables. Maigre consolation ! Les corvées de nettoyage, grattage avec les coraux dépérissant, même les plus vaillants, j’étais finalement sur le point d’abandonner ou de refaire le bac à zéro… sans garantie pour la suite, bien évidemment.

Durant cette période j’ai rempli une poubelle ménagère de squelettes de coraux qui alimenteront mont réacteur à calcaire. Perdu un Zebrasoma nigricans affaibli par le broutage répété d’Ostreopsis et finalement mort de Cryptocaryon, failli perdre un Acanthurus leucosternon pour la même raison. J’ai vu maigrir puis dépérir une holothurie. Je ne compte plus les tests d’oursins et les coquilles vides de gastéropodes divers. Rien à voir avec la pratique du récifal que souhaite un récifaliste normalement constitué.

J’ai profité de cette longue errance pour me documenter et tenter des solutions diverses parmi lesquelles H₂O₂. J’aspirait à trouver un moyen de traiter l’ensemble de l’aquarium en allégeant les corvées de tous ordres. Avant de connaitre les effets du traitement, j’aurais tendance à dire qu’une réfection totale de l’aquarium doit faire partie des solutions à envisager, rapide et à moindre cout, surtout concernant un bac de volume faible à moyen.

Vous l’avez compris, mes espoirs mis dans ce traitement H₂O₂ étaient alors ceux d’une dernière chance sans état d’âme avec le caractère chimique de la méthode.

1.2.4. Aspects importants du traitement H₂O₂

Compte tenu de ce qui est exposé, le traitement considère plusieurs aspects :

• Limiter le stress oxydatif à celui envisagé : traiter sous très faible lumière et stopper les matériels oxydants qui peuvent multiplier l’effet escompté du traitement (ozone, UV…).
• Durant le traitement isoler les coraux déjà stressés, affaiblis, dans un bain annexe.
• Isoler le refuge algal, les effets des dosages envisagés n’ayant pas été vérifiés sur les algues.

2. Protocole de traitement des dinoflagellés avec eau oxygénée H₂O₂ dans l’aquarium

L’eau oxygénée utilisée se présente sous de nombreuses formes. Il faut lire la composition exacte sur l’étiquette et sélectionner de l’eau oxygénée sans les additifs parfois ajoutés pour les besoins de la situation (pharmaceutique, cosmétique, algicides…).

Ce protocole est le fruit d’observations personnelles et du traitement de mon bac communautaire grandement infecté durant plusieurs mois par les dinoflagellés Ostreopsis et Prorocentrum. Il pourra évoluer selon d’autres observations.

2.1 Protocole

Ce descriptif de traitement avec H2O2 10 volumes (3%) a peu de recul. Il pourra évoluer selon d’autres observations.

1. Remettre à niveau les éléments de l’eau : le taux de phosphates, de nitrates et les oligoéléments essentiels au métabolisme, notamment ceux pour la formation et le développement des cellules des coraux (Cr, Co, Cu, Fe, Mn, Mo, Ni, V, Zn).
2. Procéder aux actions habituelles contre les dinoflagellés, exposées dans l’article Eliminer les dinoflagellés en aquarium récifal, notamment par brossage des pierres, brassage, évacuation, filtration sur micron filtre (50 à 200 µm).
3. Préparer une concentration de bactéries 72 h avant le traitement (photo). Elle permettra de compenser la déstabilisation de la population après traitement.
   • Remplir un récipient avec l’eau du bac à la température du bac. Par exemple dans la cuve technique.
   • Aérer cette eau avec une pompe à air.
   • Introduire des bactéries du commerce (plusieurs souches) dans ce récipient. J’ai utilisé Tropic Marin Nitribiotic.
   • Réaliser un apport de carbone : sucre, vinaigre, alcool (vodka), acides aminés… Sans connaissance des concentrations de bactéries, cette préparation est réalisée au juger. En 2 à 3 jours les parois se recouvrent d’un film bactérien, plus ou moins épais, constituant une réserve de bactéries.
4. Siphonner les dinoflagellés dans la couche superficielle du sable :
• Laisser rapidement décanter l’eau siphonnée (sable et des matières lourdes au fond).
• Récupérer et désinfecter l’eau décantée 5 mn avec 0,15 % H₂O₂ 10V (15 ml / 10 L). Les dinoflagellés seront détruits, la méiofaune restant en vie.
• Vider cette eau dans le filtre de l’aquarium.
• Le sable pourra
  • être réintroduit avec sa méiofaune après rincage avec l’eau de l’aquarium,
    ou bien
  • lavé, rincé en bain dans de l’eau douce (du réseau). la méiofaune sera détruite, le sable se recolonisera avec le sable de l’aquarium resté en place.
• Remettre dans l’aquarium le sable ainsi traité.
5. Conserver quelques litres d’eau non traitée pour isoler des coraux ou autres organismes durant le traitement, le cas échéant.
6. Isoler le refuge algal.
7. Stopper tout équipement oxydant (ozone, UV…), conserver filtration et écumeur actifs.
8. Eteindre l’éclairage ou le réduire à environ 15 % du maximum, une demi heure avant le traitement afin de stopper la production d’O₂ par photosynthèse. Toutefois s’assurer de pouvoir observer les effets du traitement sur les coraux et les autres animaux.
9. Traiter avec H₂O₂ 10V
• Doser 0,10% H₂O₂ 10V, soit 100 ml H₂O₂ 10V pour 100 litres d’eau du bac (ou 33ml H₂O₂ 30V / 100L).
• Diluer dans environ un demi litre d’eau du bac.
• Verser progressivement dans une zone brassée, idéalement en amont de la pompe de remontée,
• Observer les effets immédiats du peroxyde d’hydrogène sur les coraux. Certains se rétracteront, d’autres peuvent dégager du mucus. Isoler dans le récipient d’eau non traitée ceux montrant des signes de suroxydation (bulles importantes sur LPS, énorme production de mucus voire décollement tissulaire…). Le protocole bien suivi, les coraux ne sont pas ou peu affectés. La majorité sera en forme le lendemain, les autres reprendront leur volume et leurs couleurs dans les jours qui suivent.
10. Le lendemain, injecter une partie du bain de bactéries dans l’aquarium. Compléter le reste avec de l’eau de l’aquarium pour d’autres injections quotidiennes si besoin.
11. Le décor retrouve rapidement une situation visuelle encourageante. Certains coraux seront rétractés ternis. Ils retrouveront leur forme normale dans les jours qui suivent et leur pigmentation reviendra dans les 10 jours sous éclairage normal. Tous les dinoflagellés ne sont pas éradiqués mais leur diminution permet d’espérer plus d’efficacité avec les traitements habituels
12. Remonter progressivement l’éclairage de 20 a 30% par jour.
13. Nettoyer le décor et le sable les jours qui suivent. Cette opération se réduit progressivement. Des dinoflagellés affaiblis meurent les jours qui suivent. L’observation montre que la quasi totalité des dinoflagellés sont inertes les jours qui suivent ou fortement affaiblis à en juger par leur faible dynamisme.
14. L’action du peroxyde d’hydrogene diminuant après quelques heures, une invasion importante ne peut se résoudre en un seul traitement. Il est probable que le traitement puisse être renouvelé après quelques jours de convalescence. A confirmer.

2.2. Observations après 1er traitement dans l’aquarium communautaire

• Jour 0 :
  • Lors du traitement, un Caulastrea a émis une forte quantité de mucus, les polypes localement gonflés, signe d’une hyperoxydation. Je ne les avais pas cochés comme particulièrement sensibles. Très exposés sous un spot, je n’avais pas pris la précaution d’abaisser la lumière. Je l’ai réduite à 10 % une heure plus tard, trop tardivement. Autre hypothèse, les polypes gonflés durant la photosynthèse impliquent une production d’O₂ s’ajoutant à l’effet H₂O₂. Raison de plus pour réduire l’éclairage avant le traitement.
  • Pas de dérive pH et redox.
  • Pas d’autres signes inquiétants.
• Jour 1
  • Les deux Caulastrea conservent les stigmates d’un grand stress (photo). Leurs polypes sont rétractés, et quelques tissus lésés. Je ne m’inquiète pas plus pour eux sachant que les bonnes conditions revenues, ils reprendront lentement vigueur. Un Echinophyllia sur les deux s’avère avoir perdu de sa couleur. C’est aussi un peu le cas d’un Montipora, pas autant que je le craignais. Le Psammocora paru sensible lors des essais préliminaires n’est pas affecté.
  • D’autres coraux comme Duncanopsammia, Blastomussa s’épanouissent déjà.
  • Les quelques coraux auparavant affaiblis par les envahissements de dinoflagellés : Turbinaria sont dans leur état initial.
  • Les anémones Aiptasia sont restées intactes.
  • Les poissons n’ont rien subi du traitement.
  • Les autres invertébrés : crevettes, oursins, ophiures, turbos… sont restés en forme.
  • Le sable et les pierres sont partiellement recouverts de dinoflagellés, bien moins que d’habitude.
• Jour 2
  
  • Les coraux stressés sont en état stable, pas encore gonflés.
  • La couleur de quelques Acropora ternis revient.
  • Le sable n’est pas plus recouvert que la veille, signe qu’il ne semble pas y avoir eu de prolifération durant les dernières 24 h.
  • A l’observation et comptage au microscope il apparait que Prorocentrum sont en très grande partie inertes (~ 98 %) et Ostreopsis (~ 80 %). Les survivants voient leur mobilité très diminuée.
  • Il n’y a plus de filaments comme en produit habituellement Ostreopsis.
  • Les pierres sont moins brunes qu’auparavant. Les jets de pompe soulèvent moins de dinoflagellés. A leur grattage, les algues, même les filamenteuses, se retirent plus facilement, laissant des pierres plus propres, claires comme elles ne l’ont pas été depuis des mois.
  • Je n’ai pas nettoyé le sable pour vérifier son évolution. La fine couche résiduelle de dinoflagellés, matte, pouvant être celles de cellules mortes.
  • Les micron filtres sont moins chargés. Nécessité de les nettoyer 2 fois dans la journée au lieu de 4 ou 5 fois auparavant.
  • L’écumeur se charge plus rapidement d’une couleur beaucoup plus brune et surtout malodorante, signe que l’activité bactérienne (peut être liée aux bactéries ajoutées) se poursuit et s’est même amplifiée.
  • Le bac retrouve la clarté d’un bac récifal.
• Jour 3
  • Les coraux continuent à reprendre progressivement leurs couleurs et formes. Les deux Caulastrea les plus atteints également.
  • De légère taches brunes recouvrent toujours très partiellement le sable et quelques zones du décor, sans déceler de forte prolifération. Le microscope révèle une faible population de Prorocentrum vivants sur le sable. Les prélèvements sur le décor dévoilent Prorocentrum et Ostreopsis.
  • L’observation au microscope montre que la microfaune est bien en vie. Je fonde beaucoup d’espoir sur sa reprise en main.
  • Les NO3 : 20 mg/l et PO4 : 0,08  mg/l sont restés à leur niveau avant traitement. L’ajout de bactéries a peut être contribué au maintien des cycles de N et P.
  • Je poursuis nettoyage, brossage du décor, siphonage et lavage de la couche superficielle de sable. Ce travail en deviendrait presque un plaisir tant il est devenu facile. Une première bataille est gagnée, mais pas la guerre. Je n’exclue pas de renouveler le traitement.
• Jour 4, 5, 6
  • Identique
  • Les lésions des deux Caulastrea ont diminué, ils déploient timidement de nouveau leurs tentacules.
• Jour 7
  • Les Caulastrea récupèrent, ils se regonflent et les tentacules sortent.
  • Les dinoflagelés sont toujours là, en bien moin grande quantité. Les netoyages sont nécessaires.
  • Les chirurgiens se remettent à brouter le décor et les deux Valenciennea puellaris contribuent à conserver le sable blanc.
  • La situation se stabilise.
• Jour 30
  • Les dinoflagellés regagnent du terrain. Je n’ai pas trouvé les copépodes adéquats, ni d’autre méthode en mesure de prendre le relais. Je n’ai pas souhaité injecter du silicate qui n’a jamais eu d’effet positif chez moi..
  • Les coraux rétablis durant cette période de répis luttent maintenant mieux naturellement contre les dinoflagellés et les algues. Ils ont golobalement repris de la croissance.
• 6 mois plus tard
  • L’un des 2 Caulastrea a mis beaucoup plus de temps pour retrouver un aspect gonflé, naturel.

Ce traitement n’aura pas permis à lui seul, d’éradiquer totalement les dinoflagellés, notamment Prorocentrum. Il aura permis de revenir à un niveau gérable par une maintenance classique. La lutte biologique doit se poursuivre avec réintroduction de brouteurs (oursin, turbos, salarias, valenciennea…). On pourra cultiver massivement des bactéries selon l’article Bactéries en aquarium marin et récifal. Elles s’avèrent de bonnes concurentes, essentielles en soutien lorsque la population de dinoflagellés est réduite. Avant l’utilisation de H₂O₂ en bac, contre Prorocentrum, je conseille aujourd’hui d’utiliser un Balai UV-C germicide DIY qui a contribué à éradiquer cette espèce sans séquelles.

2.3. Améliorer la méthode

L’utilisation de H₂O₂ en bac communautaire récifal est rare. J’ai voulu partager mon expérience, avec tous ses déboires inhérents à une démarche non documentée, pour son bilan déjà positif et encourageant. Les séquelles sur quelques coraux sont plutôt à mettre sur le compte d’une mauvaise anticipation pour une première. Il s’agit notamment de la lumière réduite trop tardivement et un affaiblissement de certains coraux avant même le traitement..

Cette méthode mérite de l’attention. Elle exploite aux limites l’utilisation de H₂O₂ en aquarium. Cependant elle conserve un intérêt dans la situation d’une invasion massive, compte tenu de son efficacité rapide, son faible coût et les effets collatéraux mineurs sans relation avec les pertes importantes occasionnées par les dinoflagellés. ceci, sans compter les investissements imposés en argent, temps et moral. Elle permet a minima de juguler l’envahissement des dinoflagellés à un niveau qui devient gérable dans le cadre d’une maintenance classique, avec une chaine alimentaire complète, depuis les bactéries aux poissons en passant par la micro et méiofaune.

A ce stade il y a trop peu d’expérimentations pour proposer des améliorations à ce protocole. J’invite les récifalistes à partager leurs expériences, satisfaisantes… ou pas.

Images liées:

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